Рак легень в поєднанні з туберкульозом

До основних властивостей усіх злоякісних пухлин відносять підвищену здатність до проліферації, втрату здатності до повного диференціювання і апоптичної загибелі, а також інвазивний ріст і метастазування. Завдяки їм неоплазма має перевагу перед нормальними клітинами під час росту і виживання. Якщо у здорової тканини існує баланс між процесами проліферації і загибелі клітини, то в тканині пухлини має місце автономна і необмежена проліферація клітин. При цьому в трансформованих клітинах виникає стійкість до індукції апоптозу [9]. В результаті генетичних мутацій знижується здатність трансформованих клітин активувати програму апоптозу, що, з одного боку, сприяє прогресуванню пухлинного процесу, а з іншого - може стати причиною множинної лікарської стійкості [1]. У зв'язку з цим останнім часом приділяється велика увага вивченню молекулярних маркерів, що характеризують апоптоз і проліферацію при різних злоякісних новоутвореннях [7, 8] Провідну роль у розвитку апоптозу та регуляції клітинної проліферації грає природний (Wt) тип гена-онкосупресора p53 і кодуємий їм ядерний білок р53 [3]. Останній модулює експресію генів, які відповідають за репарацію ДНК, поділ клітин і апоптоз [1, 19]. У значної частини злоякісних пухлин виявляють мутації в хромосомі 17 в області локалізації гена-супресора р53 [4, 21]. Bcl-2 є одним з основних компонентів системи захисту клітини проти факторів, що викликають апоптоз. Відомо, що Bcl-2 інгібує р53-залежний і незалежний апоптозні метаболічні шляхи. При цьому сприяє утворенню в мітохондріях іонних каналів, стабілізуючи цим мітохондріальну цитохромоксидазу С і пов'язує білки, що беруть участь в апоптозі. Цитохром-оксидаза С здатна ініціювати активацію каскаду каспаз і, як наслідок, деградацію ДНК і апоптоз. Зі станом основних регуляторних систем програмованої клітинної загибелі пов'язані неопластичні, репаративні і проліферативні процеси в тканинах. Показано, що порушення механізмів проліферації - одна з головних особливостей пухлинних клітин. А рівень проліферативної активності визначає агресивність і злоякісність пухлинного процесу [7].

3.2 Вплив протитуберкульозних препаратів нам показники життєдіяльності клітин в культурі

Протитуберкульозні препарати - препарати активні по відношенню до мікобактерії туберкульозу.

Деякі автори вважають, що тривале лікування туберкульозу протитуберкульозними препаратами може викликати розвиток пухлин. [28]

У сучасній класифікації протитуберкульозні препарати прийнято розділяти на два ряди в залежності від клінічної ефективності

Препарати першого ряду

Основна група препаратів. За хімічною природою належать до різних класів сполук (табл..3.1.). Препарати, що входять в неї, справляють максимальний протитуберкульозний ефект при мінімальній токсичності.

Таблиця 3.1. Протитуберкульозні препарати першого ряду

Препарати другого ряду

Препарати другого ряду (табл..3.2) справляють більш слабкий вплив на збудника туберкульозу, ніж препарати першого ряду, будучи в той же час більш токсичними для організму людини. Тому вони застосовуються лише тоді, коли у хворих визначається стійкість мікобактерій туберкульозу до препаратів першого ряду. Звичайно це має місце після антибактеріальної терапії, але у частини вперше виявлених пацієнтів виявляється первинна стійкість в результаті первинного зараження лікарськостійкими штамами мікобактерій туберкульозу. [1]

Таблиця 3.2 Протитуберкульозні препарати другого ряду

3.3 Матеріали та методи

Отримання, культивування, оцінка проліферативної активності та типування мезенхімальних стовбурових клітин щурів

Забір клітин кісткового мозку проводили у білих безпородних статевозрілих щурів масою 250 г. У експериментах використовувалися тварини після проходження 14-ти денного карантину. Всі щури знаходилися на стандартних умовах віварію, згідно Страсбурзької конвенції з захисту прав лабораторних тварин, що використовуються для експериментальних та інших наукових цілей (Страсбург, 1986 р.) і «Загальних етичних принципів дослідів на тваринах» (Україна, 2001 р.). Евтаназію тварин здійснювали за допомогою передозування ефірного наркозу. Кістковий мозок отримували з стегнових, великогомілкових і плечових кісток. Клітини кісткового мозку вимивали з порожнини кістки 3 мл живильного середовища Ігла МЕМ в стерильну пробірку, мезенхімальні стовбурові клітини строми (МСК) відокремлювали від гемопоетичних стовбурових клітин шляхом ресуспензування, фільтрували через капронову сіточку, підраховували кількість життєздатних клітин за допомогою трипанового синього [33]. Крім того, поділ досягався і за рахунок адгезії до культуральної пластики. Кінцеву концентрацію життєздатних клітин доводили до 5 * 10⁴ в мл і поміщали в пластикові одноразові флакони, площею 25 см². Культивування клітин проводили в середовищі Ігла МЕМ, збагаченої L-глутамином, 10% ембріональної телячої сироваткою і з додаванням антибіотиків протягом 12 днів зі зміною Ѕ середовища кожні 5 діб. При досягненні 80 - 90% моношару в острівцях клітин первинної культури або наступних субкультурах МСК проводили їх пассивування. При цьому використовували 20 мМ фосфатний буфер, розчин 0,05% трипсину. Щільність посадки клітин складала 2000 Кл/см². Культивування в стандартних умовах проводили при температурі 37° в атмосфері 5% СО₂ в HF151UV СО₂ - інкубаторі в умовах насиченої вологості.

Аналіз проліферативної активності клітин грунтувався на імунофлюоресцентному визначенні ядерного антигену поділу клітин. Отримані клітини фіксували крижаним метанолом протягом 15 хвилин. В якості первинних антитіл використовували антитіла до Ki67 антигену (Sigma), які наносили на препарати та інкубували 30 хвилин при 4° С. Потім препарати відмивали фізіологічним розчином, забуферений фосфатно-сольовим буфером (РВS), і для виявлення пов'язаних первинних антитіл вносили вторинні FITC - кон'юговані антитіла до мишачих імуноглобулінів(Sigma) на 30 хвилин при 4° С. На промиті і висушені препарати наносили 50% гліцерин. Мікроскопію проводили за допомогою люминисцентного мікроскопа МС300 (Micros Austria) при 400-кратному і 1000 - кратному збільшенні.

Для оцінки життєздатності та проліферативної активності клітин в культурах досить широко застосовується колориметричний метод з використанням МТТ - реактиву (3 - [4,5 - діметілтіазол-2-іл] -2,5 - діфенілтетразоліум бромід). Метод заснований на тому, що дегідрогенази мітохондрій в життєздатних клітинах, в яких висока метаболічна активність, здатні перетворювати додану в культуру водорозчинну МТТ - тетразоліеву сіль жовтого кольору в кристали нерозчинного у воді формазану лілового кольору. Реакцію проводили в пробірках, в кожній з яких містилося по 2 Ч 10⁶ клітин на 1 мл живильного середовища, причому МСК заздалегідь знімали з культурального пластика сумішшю розчину версії і трипсину, центрифугували 5 хвилин при 200g, знімали супернатант і заливали живильним середовищем. У кожну пробірку додавали по 10 мкл розчину МТТ. Після інкубації протягом 1,5 годин при 37° С клітини центрифугували при 400g 10 хвилин і відмивали РВS в аналогічних умовах. До осаду додавали 150 мкл ДМСО (диметилсульфоксид), вимірювали оптичну щільність при л = 570 нм проти контролю (ДМСО) за допомогою спектрофотометра (СФ-46). За 100% приймали кількість формазану, що утворився в аліквоті інтактних МСК [36].

Оцінка морфологічних змін в культах клітин при апоптозі

Для прижиттєвого виявлення клітин з конденсованим або фрагментованим ядром був використаний флюоресцентний ядерний барвник Hoechst 33342. [31]. У експеримент брали мононуклеарні клітини після 24 і 48 годин культивування, а мезенхімальні стовбурові клітини попередньо відокремлювали від підкладки. Суспензію клітин від живильного середовища відмивали в РВS і інкубували протягом 10 хвилин при кімнатній температурі з Hoechst 33342 (1 мкг/мл). Клітини відмивали від барвника і фіксували в 50% гліцерині.

Морфологічну оцінку проводили за допомогою люмінісцентного мікроскопа МС300 (Micros Austria) при 400-кратному збільшенні, загальна кількість клітин оцінювали за допомогою фазовоконтрастной мікроскопії.

Визначення рівня фрагментованою ДНК в клітинах

Найбільш характерним біохімічним ознакою апоптозу є розщеплення ендонуклеазами двоспіральної ядерної ДНК, на виявленні якій засновані сучасні методи діагностики апоптозу. Так одними з найбільш чутливих є гель-електрофорез поодиноких клітин [35], пульс-електрофорез [18], Саузерн - гібридизація ДНК [21]. Нами було використано метод спектрофотометричного визначення фрагментованою ДНК з використанням діфеніламінового реагенту [19]. Після культивування клітини відмивали у фізіологічному розчині, поміщали в гомогенізатор з тефлоновим товкачиком і гомогенізували в сахарозному середовищі виділення (0,25 М сахарози, 1мМ ЕДТА, рН = 7,4). Гомогенат центрифугували, супернатант, який може містити ДНК некротичних клітин, відкидали. До осаду ядер додавали лізис-буфер (5 мМ Tris HCl, 20 мМ ЕДТА (рН = 8), 0,5% Triton X-100) в об'ємному співвідношенні 1: 9. Гомогенат готували при t = 4^оС. Аліквоту проби центрифугували протягом 15 хв при 13 000 g, відокремлюючи інтактний хроматин (осад) від фрагментованою ДНК (супернатант). Потім проби ресуспензували в 500 мл ТЕ-буфера (10 мМ Tris HCl, 1 мМ ЕДТА, рН = 8) і преципітували в 600 мл 12% трихлороцтової кислоти при t = 4^оС. Далі преципітати центрифугували при 4000 g 10 хв і супернатант відкидали.

У пробірки з осадом додавали по 300 мл 5% три хлороцтової кислоти і проводили гідроліз на водяній бані при 90^оС протягом 10 хв, білок осаджували центрифугуванням. Потім піпеткою обережно з пробірок відбирали супернатант. Після охолодження в пробірки з супернатантом додавали дифеніламіновий реагент (100 мг дифеніламіну, 10 мл крижаної оцтової кислоти, 0,28 мл Н₂SO₄) в об'ємному співвідношенні 1: 2. Максимальний розвиток забарвлення досягалося через 17 - 18 годин при кімнатній температурі. Інтенсивність забарвлення прямо пропорційна вмісту ДНК в пробі. Контролем служила проба, що містить дифеніламіновий реагент і 5% трихлороцвої кислоти.

Після проведення кольорової реакції аліквоту проб переносили в кювети спектрофотометра (СФ-46) та вимірювали оптичну щільність при л = 570 нм проти контролю.

Кількість фрагментованою ДНК (фДНК) розраховували у відсотках за формулою:

D (фДНК)

Х = --------------------------------- * 100%, де

D (фДНК) + D (іДНК)

Х - кількість фрагментованої ДНК у%;

D (фДНК) - оптична щільність фрагментованої ДНК;

D (іДНК) - оптична щільність інтактної ДНК.

Для постановки даної методики були використані реактиви вітчизняного виробництва кваліфікації х.ч. або ч.д.а.

В експеримент були взяті 5 дослідних груп для протитуберкульозних препаратів 1 ряду: у першій групі клітини культивували з ізоніазідом, у другій - з рифампіцином, у третій - з піразинамідом, у четвертій - з етамбутолом, у п'ятій клітини культивували з стрептоміцином. (табл. 3. 3,3.4) Для протитуберкульозних препаратів 2 ряду було взято 7 дослідних груп: у першій групі клітини культивували з циклосерином, у другій - з офлоксацином, у третій - з ципрофлоксацином, у четвертій - з амікацином, у п'ятій - з канаміцином, у шостій - з протіонамідом, у сьомій - з етіонамідом. (табл. 3. 5,3.6) Контролем служила інтактна культура пухлинних клітин з 24 і 48 годинною інкубацією.

Індекс апоптозу (ІА) визначався як відношення апоптозних тілець до загального числа клітин помножена на 100%.

Індекс проліферації (ІП) визначали як відношення проліферуючих клітин до загального іх числа, помножене на 100%.

Статистичну обробку результатів дослідження проводили на персональному комп'ютері із застосуванням стандартних пакетів прикладних програм. [5]

3.4 Результати і їх обговорення

Аналізуючи вплив протитуберкульозних препаратів першого ряду на культуру МСК кісткового мозку щурів, ми виявили, що через 24 години культивування індекс проліферації у культурі з ізоніазидом складав 5,1, що на 11,8% більше, ніж у контрольній групі, а індекс апоптозу - 4,9, що на 22, 4% більше, ніж у контрольній групі, у культурі з рифаміцином індекс проліферації складав 3,6 (на 20% менше, ніж у контрольній групі), а індекс апоптозу - 4,1 (на 7,3% більше, ніж у контрольній групі), у культурі з піразинамідом індекс проліферації складав 4,8 (на 6,25% більше, ніж у контрольній групі), а індекс апоптозу - 4,5 (на 15,6% більше, ніж у контрольній групі), у культурі з етамбутолом індекс проліферації складав 5,9 (на 23,7% більше, ніж у контрольній групі), а індекс апоптозу - 5,7 (на 33,3% більше, ніж у контрольній групі), у культурі з стрептоміцином індекс проліферації складав 4,0 (на 22,2% меньше, ніж у контрольній групі), а індекс апоптозу - 4,2 (на 9,5% більше, ніж у контрольній групі).

Таблиця 3.3. Індекс проліферації (ІП) та індекс апоптозу (ІА) для клітин, культивованих з препаратами першого ряду через 24 години культивування

Рис. 3.1. Індекс проліферації (ІП) для клітин, культивованих з препаратами першого ряду через 24 години культивування

1 - Контроль, 2 - Ізоніазид, 3 - Рифаміцин. 4 - Піразинамід, 5 - Етамбутол, 6 - Стрептоміцин

Рис. 3.2. Індекс апоптозу (ІА) для клітин, культивованих з препаратами першого ряду через 24 години культивування

1 - Контроль, 2 - Ізоніазид, 3 - Рифаміцин. 4 - Піразинамід, 5 - Етамбутол, 6 - Стрептоміцин

Таблиця 3.4. Індекс проліферації (ІП) та індекс апоптозу (ІА) для клітин, культивованих з препаратами першого ряду через 48 годин культивування

Через 48 годин індекс проліферації у культурі з ізоніазидом складав 5,6, що на 12,5% більше, ніж у контрольній групі, а індекс апоптозу - 5,0, що на 22% більше, ніж у контрольній групі, у культурі з рифаміцином індекс проліферації складав 4,3 (на 12,2% менше, ніж у контрольній групі), а індекс апоптозу - 4,6 (на 15,2% більше, ніж у контрольній групі), у культурі з піразинамідом індекс проліферації складав 5,0 (на 22% більше, ніж у контрольній групі), а індекс апоптозу - 4,7 (на 17% більше, ніж у контрольній групі), у культурі з етамбутолом індекс проліферації складав 6,1 (на 19,7% більше, ніж у контрольній групі), а індекс апоптозу - 5,9 (на 33,9% більше, ніж у контрольній групі), у культурі з стрептоміцином індекс проліферації складав 4,7 (на 4% меньше, ніж у контрольній групі), а індекс апоптозу - 4,4 (на 11,4% більше, ніж у контрольній групі).

Рис. 3.3. Індекс проліферації (ІП) для клітин, культивованих з препаратами першого ряду через 48 годин культивування

1 - Контроль, 2 - Ізоніазид, 3 - Рифаміцин. 4 - Піразинамід, 5 - Етамбутол, 6 - Стрептоміцин

Рис. 3.4. Індекс апоптозу (ІА) для клітин, культивованих з препаратами першого ряду через 48 годин культивування

1 - Контроль, 2 - Ізоніазид, 3 - Рифаміцин. 4 - Піразинамід, 5 - Етамбутол, 6 - Стрептоміцин

Отримані нами данні, як після 24 годин культивування, так і після 48 годин культивування, свідчать про те, що протитуберкульозні препарати першого ряду практично не стимулюють проліферацію клітин, індекс проліферації у дослідних групах значно не відрізняється від індексу проліферації у контрольній групі. Індекс апоптозу у культурах клітин з дослідних груп також практично не відрізнявся від культури клітин з контрольної групи. Отже можна сказати, що терапія протитуберкульозними препаратами першого ряду не спричиняє вплив на життєздатність проліферуючих клітин.

Таблиця 3.5. Індекс проліферації (ІП) та індекс апоптозу (ІА) для клітин, культивованих з препаратами другого ряду через 24 години культивування

Аналізуючи вплив протитуберкульозних препаратів другого ряду на культуру МСК кісткового мозку щурів, ми виявили, що через 24 години індекс проліферації у культурі з циклосерином складав 4,2, що на 6,7% меньше, ніж у контрольній групі, а індекс апоптозу - 3,9, що на 2, 6% більше, ніж у контрольній групі, у культурі з офлоксацином індекс проліферації складав 4,4 (на 2,2% менше, ніж у контрольній групі), а індекс апоптозу - 3,8 (дорівнює контролю), у культурі з ципрофлоксацином індекс проліферації складав 4,7 (на 4% більше, ніж у контрольній групі), а індекс апоптозу - 3,5 (на 7,9% меньше, ніж у контрольній групі), у культурі з амікацином індекс проліферації складав 4,3 (на 4,4% менше, ніж у контрольній групі), а індекс апоптозу - 3,7 (на 5,5% менше, ніж у контрольній групі), у культурі з канаміцином індекс проліферації складав 4,5 (дорівнює контролю), а індекс апоптозу - 3,8 (дорівнює контролю), у культурі з капреоміцином індекс проліферації складав 4,0 (на 11,1% меньше, ніж у контрольній групі), а індекс апоптозу - 3,6 (на 5,3% більше, ніж у контрольній групі), у культурі з протіонамідом індекс проліферації складав 4,1 (на 8,9% меньше, ніж у контрольній групі), а індекс апоптозу - 3,2 (на 15,8% меньше, ніж у контрольній групі).

Рис. 3.5 Індекс проліферації (ІП) для клітин, культивованих з препаратами другого ряду через 24 години культивування

1 - Контроль, 2 - Циклосерин, 3 - Офлоксацин, 4 - Ципрофлоксацин, 5 - Амікацин, 6 - Канаміцин, 7 - Капреоміцин, 8 - Протіонамід

Рис. 3.6 Індекс апоптозу (ІА) для клітин, культивованих з препаратами другого ряду через 24 години культивування

1 - Контроль, 2 - Циклосерин, 3 - Офлоксацин, 4 - Ципрофлоксацин, 5 - Амікацин, 6 - Канаміцин, 7 - Капреоміцин, 8 - Протіонамід

Таблиця 3.6. Індекс проліферації (ІП) та індекс апоптозу (ІА) для клітин, культивованих з препаратами другого ряду через 48 годин культивування

Аналізуючи вплив протитуберкульозних препаратів другого ряду на культуру МСК кісткового мозку щурів, ми виявили, що через 48 годин індекс проліферації у культурі з циклосерином складав 4,4, що на 10,2% меньше, ніж у контрольній групі, а індекс апоптозу - 4,1, що на 4,9% більше, ніж у контрольній групі, у культурі з офлоксацином індекс проліферації складав 4,7 (на 4% менше, ніж у контрольній групі), а індекс апоптозу - 4,1 (на 4,9% більше, ніж у контрольній групі), у культурі з ципрофлоксацином індекс проліферації складав 4,8 (на 2% меньше, ніж у контрольній групі), а індекс апоптозу - 3,8 (на 2,6% меньше, ніж у контрольній групі), у культурі з амікацином індекс проліферації складав 4,5 (на 8% менше, ніж у контрольній групі), а індекс апоптозу - 3,9 (дорівнює контролю), у культурі з канаміцином індекс проліферації складав 4,6 (на 6% менше, ніж у контрольній групі), а індекс апоптозу - 4,0 (на 2,5% більше, ніж у контрольній групі), у культурі з капреоміцином індекс проліферації складав 4,2 (на 14,3% меньше, ніж у контрольній групі), а індекс апоптозу - 3,9 (дорівнює контролю), у культурі з протіонамідом індекс проліферації складав 4,5 (на 8,2% меньше, ніж у контрольній групі), а індекс апоптозу - 3,5 (на 10,3% меньше, ніж у контрольній групі).

Рис. 3.7 Індекс проліферації (ІП) для клітин, культивованих з препаратами другого ряду через 48 годин культивування

1 - Контроль, 2 - Циклосерин, 3 - Офлоксацин, 4 - Ципрофлоксацин, 5 - Амікацин, 6 - Канаміцин, 7 - Капреоміцин, 8 - Протіонамід

Рис. 3.8 Індекс апоптозу (ІА) для клітин, культивованих з препаратами другого ряду через 48 годин культивування

1 - Контроль, 2 - Циклосерин, 3 - Офлоксацин, 4 - Ципрофлоксацин, 5 - Амікацин, 6 - Канаміцин, 7 - Капреоміцин, 8 - Протіонамід

Отримані нами данні, як після 24 годин культивування, так і після 48 годин культивування, свідчать про те, що протитуберкульозні препарати другого ряду практично не стимулюють проліферацію клітин, індекс проліферації у дослідних групах значно не відрізняється від індексу проліферації у контрольній групі. Індекс апоптозу у культурах клітин з дослідних груп також практично не відрізнявся від культури клітин з контрольної групи.

Отже, можна сказати, що терапія протитуберкульозними препаратами другого ряду суттєво не впливає на життєздатність проліферуючих клітин.

Також ми можемо зазначити, що ІП та ІА у культурах клітин з препаратами другого ряду менше відрізнялися від контролю, ніж культури клітин з препаратами першого ряду.

Висновки

На основі проведених досліджень показано, що протитуберкульозні препарати першого і другого ряду можуть по-різному впливати на життєздатність клітин з високим проліферативним потенціалом

• 1. Протитуберкульозні препарати першого ряду в більшому ступені стимулюють процеси проліферації та процеси апоптозу, порівняно з препаратами другого ряду. При цьому інтенсивність змін практично не залежить від часу впливу препаратів (24-48 год)

• 2. Протитуберкульозні препарати другого ряду в 0,5-1,5 рази знижують індекс проліферації у дослідних групах порівняно з показником контрольної групи.

• 3. Індекс апоптозу у культурах клітин з дослідних груп під дією препаратів другої групи практично не відрізняється від контрольного показника.

• 4. Висловлено припущення, що при протитуберкульозній терапії препарати другого ряду можуть мати менший ризик виникнення побічних ефектів з індукцією пухлинних процесів, порівняно з препаратами першого ряду.

Список літератури

1. Абраменко И.В. Оценка параметров апоптоза в диагностике онкологических заболеваний, их прогнозе и оптимизации схем терапии. // . Абраменко ИВ, Фильченков АА. - Вопр онкол 2003; 49: 21-30.

2. Кноринг Б.Е. Оценка клинической значимости туберкулиновой сенсибилизации у больных раком легких // Кноринг Б.Е., Ариэль Б.М Пробл. туберкулеза, - 1996, с. 26-30.

3. Коган Е.А Рак легкого в рубце и пневмосклерозе различного происхождения (иммуногистохимия и электронная микроскопия коллагенов) // Коган Е.А., Ганзен Т.Н., Серов В.В. Арх. патологии, - 1999, с. 17-23.

4. Копнин Б.П. Мишени действия онкогенов и опухолевых супрессоров: ключ к пониманию базовых механизмов канцерогенеза // Копнин Б.П Биохимия. - 2000.-Т. 65.-С. 5 - 33.

5. Лапач С.Н. Статистические методы в медико-биологических исследованиях с использованием Excel. // Лапач С.Н., Чубенко А.В., Бабич П.Н. Киев: Морион, - 2000. - 320 с.

6. Національний канцер-реєстр України (1997): Розповсюдженість злоякісних новоутворень в популяціях України в 1991-1996 рр.

7. Пятночка И.Т. Пропаганда профилактики рака легкого среди контингентов противотуберкулезных диспансеров. // Пятночка И.Т. - 1999, с. 71 - 72

8. Раданов Р. Туберкулез легких в сочетании с другими заболеваниями (Пер. с болгарського) // Раданов Р., Тодоров С., 1974, 261 с.

9. Хейфец С.Л. Рак и туберкулез // Хейфец С.Л Медицина, Москва, - 1969, 167 с.

10. Чумаков П.М. Функция гена р53: выбор между жизнью и смертью // Чумаков П.М. Биохимия. - 2000.-Т. 65.-С. 34-47.

11. Betticher D.C., Heighway J. Hasleton P.S. et al. Prognostic significance of CCND1 (cyclin D1) overexpression in primary resected nonQ smallQcell lung cancer. // Brit. J. Cancer. - 1996.-Vol.-, 73p. 294-300.

12. Bonner J., Ezekiel M., Robert F. et al. Continued response following treatment with IMCQC225: an EGFr MoAB, combined with RT in advanced head and neck cancer // Proc. ASCO. - 2000. - Vol.19. - Abstr. 5F.

13. Cerny T., Barnes D.M., Hasleton P. et al. Expression of epidermal growth factor receptor (EGFQR) in human lung cancer // Brt. J. Cancer. - 1986.-Vol.54. - 265-268.

14. DeVore R.F., Fenrenbacher L., Herbst R.S. et al. A randomized phase II trial comparing Rhumab VEGF (recombinant humanized monoclonal antibody to vascular endothelial cell groiwth factor) plus carboplatin/paclitaxel (CP) to CP alone in patients with stage IIIB/IV NSCLC // Proc. ASCO. - 2000. - Vol.19. - Abstr. 1896.

15. Ferry D., Hammond L., Ranson M. et al. Intermitten oral Zd1839 (Iressa), a novel Epidermal Growth Factor receptor tyrosine kinase inhibitor (EGFQTki), shows evidence of good tolerability and activity: final results from a phase I study // Ibid. - Vol.19. - Abstr. 5E.

16. Folkman J. Clinical application of research on angiogenesis // N. Engl. J. Med. - 1995.-Vol.333.-P.1757-1763.

17. 16. Greenblatt M.S., Bennett W.P., Hollstein M., Harris C.C. Mutation in the p53 tumor suppressor gene: clues to cancer etiology and molecular pathogenesis // Cancer Res. -1994.-Vol. 54.-P.4855 - 4878.

18. Kubba S., Adak S., Schiller J. et al. Phase I trial of adenovirus p53 in bronchioloalveolar cell lung carcinoma administered by bronchoalveolar lavage // Proc. ASCO. - 2000. - Vol.19 - Abstr. 1904.

19. Kuss B., Cotter F. Antisesnse Q time to shoot the messenger // Ann. Oncol. - 1999. - Vol.10.-P.495Q503.

20. Mace PD, Wallez Y, Egger MF, Dobaczewska MK, Robinson H, Structure of ERK2 bound to PEA-15 reveals a mechanism for rapid release of activated MAPK. // Pasquale EB, Riedl SJ. - 2012

21. Meng F, Li H, Shi H, Yang Q, Zhang F, Yang Y, Kang L, Zhen T, Dai S, Dong Y, Han A. MACC1 Down-Regulation Inhibits Proliferation and Tumourigenicity of Nasopharyngeal Carcinoma Cells through Akt/в-Catenin Signaling Pathway. // PLoS One. 2013; 8 (4):e60821. doi: 10.1371/journal.pone.0060821. Epub - 2011

22. Nelson A.R., Fingleton B., Rothenberg M.L. et al. Matrix metalloproteinases: biologic activity and clinical implications // J. Clin. Oncol. - 2000.-Vol. 18.-P.1135Q1149.

23. Nemunaitis J., Swisher S.G., TimmonsT. et al. AdenovirusQmediated p53 gene transfer in sequence with cisplatin to tumors of patients with nonQsmallQcell lung cancer // Ibid.-Vol.18.-P.609Q22.

24. Norton L., Slamon D., LeylandQJones B. et al. Overall survival advantage to simultaneous chemotherapy plus the humanized antiQ HER2 monoclonal antibody Herceptin in HER2Qoverexpressing metastatic breast cancer // Proc. ASCO. - 1999.-Vol. 18. - Abstr. 483.

25. Reissmann P.T., Koga H., Takahashi R. et al. Inactivation of the retinoblastoma susceptibility gene in nonQsmallQcell lung canver //Oncogene. - 1993.-Vol.8.-P.1913-1919.

26. Roth J.A. Modification of tumor supressor gene expression in nonQsmallQcell lung cancer with a retroviral vector expressing wildtype (normal) p53 // Human Gene Ther. - 1996.-Vol.7.-P.861-74.

27. Rowinsky E.K., Windle J.J., Von Hoff D.D. Ras protein farnesyltransferase: a strategic target for anticancer therapeutic development // J. Clin. Oncol. - 1999.-Vol.17.-P.3631-52.

28. Sausville E.A. CyclinQdependent kinases: novel targets for cancer treatment // ASCO Educational book. - 1999 (spring).-P.9-21.

29. Schauer I.E., Siriwarnada S., Langan T.A., Sclafani R.A. Cyclin D1 overexpression vs. Retinoblastoma inactivation:implicationfor growth control evasion in nonQsmall cell and small cell lung cancer // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 1994.-Vol.91.-P.7827-7831.

30. Sekido Y., Fong K.M., Minna J.D. Progress in understanding the molecular pathogenesis of human lung cancer // Biochim. Biophis. Acta. - 1998.-Vol.1378. - F21-F59.

31. Sporn M.B., Todaro G.J. Autocrine growth factors and cancer // Nature. - 1985.-Vol.313.-P.747-751.

32. Taga S., Osaki T., Ohgami A. et al. Prognostic Impact of Telomerase Activity in NonQSmall Cell Lung Cancers // Ann. of Surgery. - 1999.-Vol.230.-P.968-974.

33. Wang J., Xie L., Allan S. et al. Myc activates telomerase // Genes Dev. - 1998.-Vol.12.-P.1769-1774.

34. Wang L, Zhou BB, Yu K, Su ZH, Gao S, Chu LL, Liu JR, Yang GY. Novel Antitumor Agent, Trilacunary Keggin-Type Tungstobismuthate, Inhibits Proliferation and Induces Apoptosis in Human Gastric Cancer SGC-7901 Cells. // Inorg Chem. - 2013

35. Weiner D.B., Nordberg J., Robinson R. et al. Expression of the neu geneQencoded protein (p185neu) in human nonQsmall cell carcinomas of the lung // Cancer Res. - 1990.-Vol.50.-P.421-425.

36. Wong VK, Zhang MM, Zhou H, Lam KY, Chan PL, Law CK, Yue PY, Liu L. Saikosaponin-d Enhances the Anticancer Potency of TNF-б via Overcoming Its Undesirable Response of Activating NF-Kappa B Signalling in Cancer Cells. // Evid Based Complement Alternat Med. 2012; 2012:745295. doi: 10.1155/2012/745295. Epub - 2012

Размещено на Allbest.ru