Размещено на http://www.allbest.ru/

Размещено на http://www.allbest.ru/

Тема

Оценка состояния хвойных в городской среде

ВВЕДЕНИЕ

Загрязнение окружающей среды является острой экологической проблемой, особенно в городских и промышленных районах. Воздействие токсикантов приводит к значительному ухудшению состояния, и даже гибели лесов на обширных территориях. Поэтому актуальной задачей является поиск объективных и достаточно простых в исполнении методов ранней диагностики техногенного загрязнения природной среды.

Хвойные деревья называют «вечнозелеными», так как они меняют листву постепенно, в отличие от лиственных пород. Листья хвойных имеют более продолжительный срок жизни. У сосны обыкновенной, например, хвоя живет 2-3 года. Однако, за этот срок в ней успевает накопиться значительное количество различных токсичных веществ, которые оказывают влияние как на деятельность фотосинтетического аппарата, так и на состояние растительного организма в целом. Фотосинтетический аппарат, имеющий огромную поверхность контакта со средой, в первую очередь и в наибольшей степени подвергается неблагоприятным воздействиям загрязнения среды. Способность многолетней хвои накапливать атмосферные поллютанты в течение длительного времени дает возможность широко использовать хвойное растение как биоиндикатор оценки качества окружающей среды.

Техногенное загрязнение атмосферы изменяет многие эволюционно сложившиеся комплексы приспособительных реакций живых организмов к условиям существования. Одним из возможных проявлений такого воздействия может быть нарушение естественной динамики перехода древесных растений в состояние покоя и выхода из него. При изучении этого явления хорошо зарекомендовала себя регистрация термоиндуцированных изменений нулевого уровня флуоресценции (ТИНУФ). Преимущество флуоресцентных методов заключается в том, что информацию о содержании хлорофилла, организации фотосинтетического аппарата и его активности, можно получить за очень короткий отрезок времени, как при контактном, так и бесконтактном способах измерения, что очень важно для решения экологических проблем.

Целью данной работы является определение особенностей влияния техногенного загрязнения воздушной среды на различных представителей хвойных: сосну обыкновенную Pinus sylvestris L. и ель сибирскую Picea obovata Ledeb.

Для достижения этой цели поставлены следующие задачи:

· провести морфометрический анализ побегов сосны обыкновенной и ели сибирской из районов с разным уровнем загрязнения;

· проследить динамику ТИНУФ хлорофилла хвои побегов сосны и ели;

· измерить содержание хлорофиллов а и b;

· провести элементный анализ хвои для определения внутритканевого загрязнения.

1. Обзор литературы

1.1 Особенности морфологии хвойных

Выбор представителей семейства сосновых (Pinaceae) в качестве объекта исследований обусловлен их широкой распространенностью, хозяйственной значимостью и возможностью круглогодичного использования. Представленная работа является методической разработкой по проведению биоиндикационных исследований загрязнения атмосферы с помощью хвойных деревьев.

Развитие каждого растительного организма, так же как и животного, расчленимо, т. е. оно проходит ряд этапов. Эти этапы характеризуются морфологическими и физиологическими признаками. Физиологические критерии этапов развития изучены слабо. При выделении этапов используют главным образом морфологические признаки.

Основой морфологических, структурных изменении является изменение физиолого-биохимических процессов. Именно поэтому, как правило, внутренние физиолого-биохимические изменения предшествуют морфологическим. Однако проявляется и обратная зависимость. Вновь появившиеся структуры, органы оказывают влияние на уровень и направленность процессов метаболизма.

Таким образом, можно считать, что есть единый процесс физиолого-биохимических и морфологических изменении. При этом физиолого-биохимические изменения, определяющие наступление последующего этапа, происходят в структурах, образовавшихся на предыдущем этапе развития организма [1].

Основными морфологическими признаками ослабления деревьев, вызванного воздействием токсических газов, считается уменьшение прироста по диаметру; сокращение линейного прироста центрального побега; отмирание, как главного, так и боковых побегов; снижение массы листьев (хвои), их преждевременное пожелтение и опадание. Появление глазомерно фиксируемых признаков повреждения характерно для высоких концентраций выбросов[2].

1.2 Влияние загрязнения воздуха на растения

Загрязнение окружающей среды является острой экологической проблемой, особенно в городских и промышленных районах. Воздействие токсикантов приводит к значительному ухудшению состояния, и даже гибели лесов на обширных территориях. Поэтому актуальной задачей является поиск объективных и достаточно простых в исполнении методов ранней диагностики техногенного загрязнения природной среды[3].

Вредное влияние загрязненного воздуха на растения происходит как путем прямого действия газов на ассимиляционный аппарат так и путем косвенного воздействия через почву.

Причем прямое действие кислых газов приводит к отмиранию отдельных органов растений, ухудшению роста и урожайности, а также качества сельскохозяйственной продукции. Накопление же вредных веществ в почве способствует уменьшению почвенного плодородия, своеобразному засолению почв, гибели полезной микрофлоры, нарушению роста, отравлению корневых систем и нарушению минерального питания. Аккумуляция газа в экосистеме идет с участием трех компонентов: растительности, почвы и влаги. В зависимости от погодно-климатических условий, солнечной радиации и влажности почв может изменяться поглотительная способность и удельный вес этих компонентов. [4].

Растительность -- не только продуцент органической материи на земле, но и с ее значительным участием формируютсяпочва, климат и погода, круговорот материи и энергии, создаются экологические условия, необходимые для существования всех других живых организмов, включая человека. Поэтому охрану природы на современном этапе следует рассматривать не столько как сохранение отдельных организмов и сообществ, а преимущественно как сохранение естественных процессов поддержания и регуляции круговорота веществ и энергии вбиосфере, обеспечивающих продолжение жизни на земле. Так как растительность (продуценты) стоит у истоков всех биогеохимических, экологических и энергетических процессов в биосфере, то она является одним из наиболее важных компонентов, определяющих благополучие биосферы и жизни на земле. [5,6].

Газы вызывают повреждение листьев, а иногда цветов и плодов, понижая декоративные свойства насаждений.

Вредные газы могут вызывать появление мутаций. Кислые газы вызывают распад древесных насаждений. Прежде всего в черте города гибнут хвойные породы, а затем и лиственные, снижается бонитет, полнота и ,прирост деревьев, появляется суховершинность. По такому признаку, как уменьшение толщины годичного кольца у деревьев хвойных пород, можно определить год пуска предприятия, загрязняющего воздух, и масштабы его загрязнения [7].

При хроническом типе повреждения растительности, обусловленном длительным воздействием низких концентраций токсических газов, также может наблюдаться преждевременная дефолиация, уменьшение облиственности крон, отмирание отдельных побегов и даже гибель деревьев. Однако в большинстве случаев при малых уровнях загрязнения воздушной среды видимые морфологические изменения в кронах могут и не наблюдаются, и в течение длительного времени создается обманчивое впечатление здоровых деревьев. Процесс ослабления и отмирания значительно растянут во времени, что затрудняет диагностику. Тем не менее, данные приемы оценки состояния древесных растений широко используются на практике, и поэтому проводится комплексное морфологическое обследование побегов сосны обыкновенной, произрастающей в районах, контрастных по уровню загрязнения[8].

1.3 Флуоресценция как процесс

Для понимания сущности процессов жизнедеятельности растения важнейшей задачей является изучение современных представлений относительно фотосинтеза как физиологической функции, составляющей основу биоэнергетики.

В последние годы ученые, используя новейшие физико-химические техники и принципы, серьезно исследуют основные фундаментальные процессы фотосинтеза: структурно-функциональную организацию фотосинтетического аппарата, молекулярную структуру и физико-химические свойства пигментных систем, механизмы первичных процессов преобразования энергии, структуру и функционирование реакционных центров[9].

Детально изучены природа компонентов и организация основных функциональных комплексов электронтранспортной цепи, физиологические механизмы регуляции транспорта электронов, проведен анализ основных путей фотоассимиляции углекислоты и фотосинтетического метаболизма углерода у разныхгрупп растений, исследованы вопросы энергетики фотосинтеза и значение фотоэнергетических реакций в регуляции активности всего комплекса метаболическихсистем в растении, рассмотрены механизмы эндогенной регуляции фотосинтеза на уровне целого растения, физиологические основы действия внешних факторов, вопросы фотоингибирования, взаимосвязь фотосинтеза с дыханием, минеральным питанием, ростом и другими физиологическими функциями, проблема фотосинтетической продуктивности растений. Важнейший результат этих разносторонних исследований -- переоценка общих масштабов фотосинтетической деятельности в биосфере в прошлом и настоящем, а также прогноз ее состояния в ближайшие периоды как функции антропогенного воздействия[10,11].

Флуоресценция хлорофилла. Характер изменения первичных стадий фотосинтеза непосредственно отражается в изменении флуоресценции хлорофилла в фотосинтетических мембранах клеток. Для понимания этой взаимосвязи достаточно напомнить, что поглощение кванта света переводит молекулу хлорофилла в электронное возбужденное состояние, энергия которого в растворе при отсутствии фотосинтеза переходит либо в тепло, либо в флуоресценцию. В фотосинтетической мембране энергия электронного возбуждения хлорофилла используется в реакционных центрах (РЦ) для генерации потока электронов в первичных стадиях фотосинтеза, необходимых для восстановления НАДФ и образования АТФ. Напомним, что первичные процессы фотосинтеза высших растений осуществляются при участии двух фотосистем, функционирующих последовательно. Фотосистема II разлагает воду с выделением свободного кислорода и отдает электрон через цепь переносчиков на фотосистему I, которая уже восстанавливает НАДФ. В клетке в основном флуоресцирует хлорофилл, принадлежащий фотосистеме II, и именно изменения его флуоресценции говорят о состоянии реакционных центров этой фотосистемы. При активном фотосинтезе, когда все РЦ находятся в открытом рабочем состоянии, в условиях слабого освещения почти вся поглощенная энергия света используется в процессе фотосинтеза. Поэтому интенсивность флуоресценции хлорофилла в клетке намного ниже, чем в растворе (Рисунок 1).



Рисунок 1 - Схема, иллюстрирующая конверсию энергии света в фотосистеме II с образованием АТФ и восстановлением НАДФ. РЦ - реакционный центр фотосистемы II. Флуоресценция F0 и Fm при активных и неактивных реакционных центрах фотосистемы II соответственно. Справа - изменение флуоресценции во времени при закрытии центров (переход F0 --- Fm). Пунктирная линия отражает изменение флуоресценции в присутствии диурона (ДСМИ)

Однако и здесь небольшая часть энергии электронного возбуждения (не более 3%) переходит в энергию света флуоресценции в виде так называемой фоновой флуоресценции F0. Как правило, в нормальных условиях величина F0 мала, что говорит об активном использовании клетками энергии поглощенного света. Но если при каких-либо воздействиях нарушается состояние фотосинтетических мембран, то центры (РЦ) переходят в неактивное (закрытое) состояние, когда происходит прекращение потока электронов в первичных процессах фотосинтеза. В этих условиях поглощенная энергия света уже не может использоваться в фотосинтезе, поэтому и флуоресценция хлорофилла возрастает. Можно полностью вывести из рабочего состояния РЦ, например при действии ингибитора потока электронов диуро-на. В этом случае флуоресценция сильно возрастает и приближается к своим максимальным значениям Fm. Заметим, что закрыть центры можно создавая также избыточную освещенность клеток, когда происходит световое насыщение фотосинтеза. Фотосинтетическая цепь переноса электрона как бы захлебывается от избытка поглощенной световой энергии, переводя все большую часть поглощенной энергии света в флуоресценцию. Можно найти разницу между интенсивностями флуоресценции хлорофилла при закрытых и открытых РЦ (Fv = Fm - F0), которую называют переменной флуоресценцией (Fv) хлорофилла в клетках (см. рис. 1). Как видно, величина Fv соответствует той части энергии света, которая используется открытыми реакционными центрами в фотосинтезе, то есть может характеризовать активность начальных стадий фотосинтеза. На практике оценивают отношение Fv/Fm, величина которого тесно связана с первичной продуктивностью фитопланктона в природных водоемах. Она хорошо коррелирует с фотосинтетической продукцией клеток, определенной классическими методами по восстановлению СО2 с помощью радиоактивных изотопов ¹⁴С[12].

У растений реакции фотосинтеза протекают в хлоропластах -- специальных энергопреобразующих органеллах, которые за счет энергии солнечного света обеспечивают синтез углеводов из углекислого газа и воды. В хлоропластах источником энергии для синтеза углеводов являются молекулы аденозинт-рифосфорной кислоты (АТР) и восстановленного никотинамидадениндинуклеотидфосфата (NADPH). Молекула АТР образуется из аденозиндифосфор-ной кислоты (ADP) и неорганического фосфата (P;) в результате фотофизических и биохимических процессов, получивших название световых стадий фотосинтеза. Ключевую роль в цепи реакций, ведущих к синтезу АТР, играют процессы электронного и протонного транспорта, которые приводят в действие АТРсинтазу -- фермент, катализирующий образование АТР из ADP и P. Световые стадии фотосинтеза включают в себя также реакции электронного транспорта, в результате которых образуется NADPH. Прежде чем приступить к обсуждению конкретных механизмов регуляции световых стадий фотосинтеза, кратко напомним, как устроена цепь переноса электронов в хлоропластах и каким образом ее функционирование обеспечивает синтез АТР.

В тилакоидных мембранах хлоропластов находятся две фотосистемы (фотосистема 1 и фотосистема 2), каждая из которых представляет собой макромолекулярный ансамбль, включающий в себя набор пигментов светособирающей антенны, фотореакционные центры и переносчиков электрона. Поглощение света молекулами светособирающей антенны инициирует разделение зарядов в реакционных центрах фотосистемы 1 (ФС1) и фотосистемы 2 (ФС2) и перенос электрона по цепи электронного транспорта. Кроме ФС1 и ФС2 цепь переноса электронов хлоропластов включает в себя два белковых комплекса: ферредоксин-NADP-редуктазу и b/f-комплекс, встроенных в тилакоидную мембрану, а также подвижные молекулы пластохинона, пластоцианина и ферредоксина (рис. 1). В состав ФС2 входит водорасщепля-ющий комплекс, который за счет энергии света, поглощаемой ФС2, разлагает воду (H2O --> 2e~ + + 2H+ + 1/2O2). Электроны от воды, разлагаемой в ФС2, идут на восстановление пластохинона, который служит посредником в цепи переноса элек¬тронов между ФС2 и b/f-комплексом. Молекула водорастворимого белка пластоцианина, локализованного внутри тилакоида, переносит электрон от b/f-комплекса к реакционному центру ФС1.

Другой водорастворимый белок -- ферредоксин находится снаружи тилакоида, в строме. Ферредоксин связывает ФС1 с ферредоксин-NADP-редуктазой, которая, в свою очередь, восстанавливает молекулу NADP+. Таким образом, в результате совместной работы ФС1 и ФС2 происходит последовательный перенос электронов от воды, которая разлагается в ФС2, к конечному акцептору электронов ФС1 -- молекуле NADP+ (см. Рисунок 2).

В цепи фотосинтетического транспорта электронов имеются два участка, на которых реакции электронного переноса сопровождаются переносом ионов водорода внутрь тилакоидов. Один из них связан с разложением воды водорасщепляющим комплексом ФС2, другой -- с окислением молекулы пластохинола b/f-комплексом (см. Рисунок 2).

Рисунок 2 - Схемы строения цепи электронного транспорта в хлоропластах и АТРсинтазного комплекса. Обозначения электрон транспортных комплексов и переносчиков электрона: FNR - ферредоксин ЫАРР-редуктаза; b/f - комплекс, содержащий цитохромы b и f; Pc - пластоцианин; Fd - ферредоксин; Tr - тиоредоксин. QH2 и Q - восстановленная и окисленная формы пластохинона. В состав фотосистемы 1 (ФС1) и фотосистемы 2 (ФС2) входят фотореакционные центры Р700 и Р680, а также связанные с ними переносчики электрона: А0, А1, FX, FA, FB - в ФС1; Phe (феофитин) и связанные с ФС2 молекулы пластохинона QA и QB. Стрелками голубого цвета показаны пути переноса электронов. Стрелками красного цвета изображены пути протонного транспорта, сопряженного с работой АТРсинтазы (макромолекулярный комплекс CF0-CF1)

Так же как и реакция разложения воды, окисление пластохинола (QH2) сопряжено с диссоциацией ионов водорода (QH2 ¦*--*~ Q + 2e~ + 2H+). Протоны, выделяющиеся при разложении воды и окислении пластохинола, попадают во внутритилакоидное пространство, в результате чего концентрация ионов водорода внутри тилакоидов повышается. За счет работы протонных помп, создающих разность электрохимических потенциалов ионов водорода на тилакоидной мембране, обеспечивается функционирование АТРсинтазы -- фермента, катализирующего образование АТР из ADP и P,. Ионы водорода, которые выходят из тилакоидов наружу через макромолекулярный ансамбль CF0--CF1, приводят АТРсинтазу в действие. Таким образом, работа фотосинтетической цепи электронного транспорта обеспечивает образование NADPH и АТР, энергия которых используется для синтеза углеводов в темновых стадиях фотосинтеза (цикл Кальвина--Бенсона)[13].

В биоэнергетике хорошо известны такие регуляторные явления, как фотосинтетический контроль (в хлоропластах) и дыхательный контроль (в митохондриях). Их проявление состоит в том, что скорости переноса электронов в фотосинтетической цепи электронного транспорта хлоропластов и дыхательной цепи митохондрий зависят от соотношения между количеством субстратов и продуктов реакции синтеза АТР (ADP + P,. ¦«--*¦ ATP + H2O). При избытке субстратов этой реакции (ADP и P;) скорости переноса электронов поддерживаются на максимальных уровнях. В этих условиях идет интенсивный синтез молекул АТР (принято говорить, что при этом хлоропласты и митохондрии находятся в метаболическом состоянии 3). После того как наступает истощение молекул ADP и появляется избыток АТР, скорость электронного транспорта замедляется (Рисунок 3).

техногенный загрязнение хвоя ель



Рисунок 3 - Зависимость скорости фотосинтетического переноса электронов от времени освещения хлоропластов. В присутствии избыточного количества субстрата фосфорилирования ADP (состояние 3) скорость электронного транспорта выше, чем в состоянии фотосинтетического контроля (состояние 4), в которое хлоропласты переходят после истощения запасов ADP

Торможение электронного транспорта, обусловленное образованием избыточного количества конечного продукта (АТР), связывают с переходом хлоропластов и митохондрий соответственно в состояния фотосинтетического и дыхательного контроля (метаболическое состояние 4). Ключевую роль в явлениях фотосинтетического и дыхательного контроля играют процессы протонного транспорта, сопряженного с реакциями синтеза АТР. Механизмы этих явлений в хлоропластах и митохондриях имеют сходную природу, поэтому рассмотрим лишь процессы регуляции электронного переноса и синтеза АТР в хлоропластах[14].

1.4 Зимний покой растений

Все вечнозеленые растения занимают особое расположение в растительном мире, ввиду своей способности фотосинтезировать круглый год. Вечнозеленые растения северных и умеренных широт в течение вегетации испытывают действие целого ряда внешних факторов, сильно отклоняющихся от оптимальных, которые вызывают необходимость существенной перестройки (приспособления) растительного организма для продолжения функций.[15].

Одно из приспособлений древесных растений к переживанию неблагоприятных условий зимнего периода - их способность переходить в состояние зимнего покоя.

В зимний период происходит ряд изменений в организации и функционировании фотосинтетического аппарата хвои. Наблюдается пожелтение хвои обусловленное фотоокисление хлорофилла, при этом сначала происходит деградация фонда пигментов светособирающего комплекса за счет более высокомолекулярных олигомеров соответствующих хлорофилл-белковых компонентов. У пожелтевшей хвои изменяется структура хлоропластов, снижается активность фотосинтетического аппарата, что проявляется в снижении активности фотосистем, в замедлении переноса электронов на уровне пластохинона. Изменение активности фотосинтетического аппарата в зимний период обратимы, так как деревья хвойных пород приспособлены к переживанию морозов и сохраняют иглы в течение нескольких лет.[16]

Загрязнение воздуха снижает содержание хлорофилла, как в светособирающем комплексе, так и в комплексах обеих фотосистем, приводит к возрастанию весеннего максимума отношения хлорофилла A к хлорофиллу B, что свидетельствует о большей чувствительности пораженной хвои к влиянию зимнего стресса.[17]

Изменение состояния фотосинтетического аппарата в зимний период может быть связано как с обратимыми повреждениями его под действием низкой температуры, так и с переходом растения в состояния покоя.

В настоящее время накоплено много данных о том, что состояние покоя контролируется с помощью фитогормонов. Вхождение в покой связано с увеличением содержания абсцизовой кислоты, а выход из покоя с появлением цитокининов и гиббереллинов.

Таким образом, хвойные деревья являются удобными, легко доступными объектами с широкими возможностями исследования круглый год.

Согласно современной точке зрения все процессы трансформации световой энергии, в том числе и флуоресценция, связаны с мембранами тилакоидов хлоропластов, представляющих собой жидкие кристаллы с «айсбергами» белковых комплексов.

Вся совокупность первичных процессов фотосинтеза осуществляется отдельными системами, из которых, в первую очередь, необходимо выделить: системы поглощения и концентрации световой энергии; электрон-транспортную цепь, ответственную за образование фотовосстановителя (RH2) и разделение зарядов на мембране и, наконец, систему сопряжения транспорта электронов с накоплением на мембранах ??Н и образованием АТФ. Именно восстановитель, в виде НАДФН, и АТФ являются необходимыми компонентами для темновой фиксации СО2.

В систему поглощения и концентрации световой энергии включаются светособирающийхлорофилл а/б белковый комплекс (СХБК) и пигменты антенны фотосистем 1 и 2, основная функция которых заключается в поглощении световой энергии и передаче её в реакционный центр. Светособирающий комплекс, включающий 50-70% всего количества хлорофилла фотосинтезирующей мембраны и около 30% общего белка, функционально тесно связан с хлорофилл-белковым комплексом фотосистемы 2 (ХБК-2) и не обладает собственной фотохимической активностью. В состав СХБК входят коротковолновые формы хлорофилла а (максимум поглощения - 661, 670, 676, 679 нм), хлорофилл b, лютеин, неаксантин и т.д..

Реакционным центром ФС-1 является особая форма хлорофилла а с максимумом поглощения 700 нм. Хлорофилл а реакционного центра ФС-2 поглощает в максимуме 680 нм. В хлоропластах область гран обогащена ХБК ФС-2 и СХБК, тогда как в тилакоидах стромы локализуется ХБК ФС-1 и система синтеза АТФ.

Скорость захвата квантов реакционными центрами ФС-1, за исключением экстремальных условий, практически не зависит от состояния реакционного центра. Два первичных акцептора ФС-1 так быстро передают электрон на вторичные акцепторы, что в обычных условиях их не возможно накопить в восстановленной форме. При комнатной температуре ФС-1 не флуоресцирует. ФС-2 и светособирающий комплекс являются основными флуоресцирующими единицами в этих условиях.

Показано, что способность растений противостоять действию высоких температур во многом определяется устойчивостью их фотосинтетического аппарата.

Повреждающее действие высоких температур проявляется в нарушении структуры и функций хлорофилл-белковых комплексов и изменении эффективности межкомплекснойпередачи энергии возбуждения.

Одним из оперативных способов оценки этих явлений может служить регистрация термоиндуцированных изменений нулевого уровня флуоресценции (ТИНУФ).

Нулевой уровень флуоресценции регистрируется в положении, когда все реакционные центры ФС-2 находятся в окисленном состоянии («открыты»). Общий вид кривой ТИНУФ представлен на рисуноке 4.



Рисунок 4 - Термоиндуцированные изменения нулевого уровня флуоресценции хлорофилл-содержащих тканей в фазе активной вегетации

Рассмотрим сложившиеся к настоящему времени представления о природе процессов, лежащих в основе формирования данного вида кривой. Интенсивность флуоресценции при температуре 40-55°С (низкотемпературный пик) определяется действием нагревания на структуру и функции компонентов фотосистемы 2 (ФС 2). В фазу подъёма это выражается в нарушении функциональной связи между антенным комплексом ХБК-2 и его энергетической ловушкой - открытым реакционным центром (РЦ), при котором возможно повреждение самого реакционного центра фотосистемы 2. В фазу спада, вызванную нагреванием, наблюдается функциональное и, вероятно, структурное разделение светособирающегоХл-белкового комплекса фотосистемы 2, а также снижением эффективности передачи энергии от хлорофилла б к хлорофиллу а. Для оценки этого явления можно использовать относительную величину низкотемпературного максимума R1 = Флнт-Фл25/Флнт, где Флнт - интенсивность флуоресценции при низкотемпературном максимуме, Фл25 - интенсивность флуоресценции при 25° С.

Поскольку для флуоресцирующей пигментной системы нет принципи¬альной разницы, каким образом она «теряет» энергетическую ловушку (в результате теплового нарушения связи между реакционными центрами ХБК-2 и антенной или путём фотохимического восстановления первичного акцептора электронов), относительную величину низкотемпературного максимума можно считать показателем эффективности захвата энергии возбуждения в реакционных центрах фотосистемы 2 .

Причиной высокотемпературного максимума может быть «разгорание» флуоресценции более термостабильного хлорофилл-белкового комплекса фотосистемы 1 при инактивации её реакционных центров (Гаевский и др., 1991). Определённый вклад в появление высокотемпературного пика может дать и хлорофилл-белковый комплекс фотосистемы 2 при условии его локализации в межгранных участках мембран тилакоидов и дефиците светособирающего хлорофилл-белкового комплекса.

По отношению низко- и высокотемпературного максимумов (R2) можно оценивать картину структурной организации мембран хлоропластов.

Помимо предложенных параметров положение точек низко- и высокотемпературного максимумов на кривой ТИНУФ позволяет судить о термоустойчивости фотосинтетического аппарата к повреждающему действию повышенных температур.

Способность противостоять низким отрицательным температурам - одно из интересных и малоизученных свойств хлоропластов «вечнозелёных» тканей деревьев и кустарников. Видовая специфика процессов, сопровождающих переход хлоропластов в криорезистентное состояние (состояние покоя) - снижение фотосинтетической активности, изменения химического состава и структурной организации мембран хлоропластов - затрудняет выбор надёжного критерия для оценки криорезистентности хлоропластов и её сезонной динамики.

Кривая ТИНУФ хлорофилл-содержащих тканей в зимний период представлена на рисуноке 5.



Рисунок 5 - Термоиндуцированные изменения нулевого уровня флуоресценции в состоянии зимнего покоя

Наблюдается качественное изменение формы кривой, что свидетельствует, по-видимому, о различной природе термоиндуцированных переходов в зимнее и летнее время. «Зимний» вид кривой ТИНУФ определяется, вероятно, не количественными изменениями форм хлорофилла и хлорофилл-белковых комплексов, а особыми физико-химическими свойствами мембран тилакоидов и самих белковых комплексов. Этому предположению соответствует также значительное снижение удельного выхода флуоресценции у зимних образцов.

Принимая во внимание кинетические характеристики и амплитуду высокотемпературного подъёма флуоресценции, полную необратимость вызванных нагревом изменений, можно предположить, что данное увеличение интенсивности флуоресценции связано с нарушением связи белков с пигментами фотосистемы и растворением последних в липидной фазе тилакоидных мембран в ходе термотропного фазового перехода.

Следует также отметить, что «зимний» тип термограмм у изученных хлорофилл-содержащих тканей, по-видимому, наиболее универсален из известных в настоящее время критериев криорезистентного состояния хлоропластов.

Рассчитанное отношение низко - и высокотемпературного максимумов (R2) может служить показателем степени глубины покоя. Для периода зимнего покоя отношение составляет 0,08, возрастая при переходе растений к активному метаболизму до 1,7 .

Величина отношения R2, свидетельствующая о переходе к активному метаболизму, всегда выше для растений, произрастающих в местности с высоким уровнем техногенного загрязнения. Промежуточное положение занимает величина отношения для образцов, взятых из района со средним уровнем загрязнения. Наиболее низкая величина R2 характерна для чистого района.

По-видимому, более короткие сроки состояния покоя являются универсальной реакцией древесных растений на увеличение уровня техногенного загрязнения. В результате незавершенности процесса подготовки к зиме, который, прежде всего, формирует условия по связыванию воды в тканях, растения на загрязненных территориях оказываются не готовы переносить воздействие низких температур и препятствовать возникновению водного дефицита в зимний период, при этом они оказываются более уязвимы для суровых внешних условий[18].

1.5 Пигментный состав хвои

У всех высших растений, водорослей и цианобактерий содержится хлорофилл a, хлорофилл b имеется у высших растений и зеленых водорослей. Хлорофилл с, лишенный фитола, содержится в бурых и диатомовых водорослях, хлорофилл d - в красных водорослях. Фотосинтезирующие зеленые бактерии имеют бактериохлорофиллы c и d, пурпурные бактерии - бактериохлорофиллы a и b.

У хлорофилла а четыре пиррольных кольца соединены между собой метиновыми мостиками (=СН-), образуя порфириновое кольцо. Кроме того, атомы азота пиррольных колец связаны с атомом магния. С порфириновым ядром соединено циклопентановое кольцо, образованное остатком кетопропионовой кислоты и содержащее активные карбонильную (С=О) и метилированную карбоксильную (О=С-О-СН3) группы. Структура, состоящая из порфиринового ядра и циклопентанового кольца, называется форбином. Боковая цепь, состоящая из пропионовой кислоты и непредельного спирта фитола, связана с атомом углерода IV пиррольного кольца. Хлорофилл, лишенный фитола, называется хлорофиллидом. Если атом магния замещен протоном, то такое соединение носит название феофитина. Активность хлорофиллов, также как и других пигментов, обусловлена наличием большого количества двойных связей с делокализованными электронами.

Хлорофиллы хорошо растворимы в органических растворителях (этиловом эфире, бензоле, хлороформе, ацетоне, этиловом спирте) и нерастворимы в воде. Хлорофиллы имеют максимумы поглощения света в красной и синей частях спектра. Растворы хлорофиллов обладают флуоресценцией и фосфоресценцией[9].

Каротиноиды - жирорастворимые пигменты, присутствующие в хлоропластах всех растений. Они входят в состав хромопластов в незеленых частях растений, например, корнеплодов моркови. К каротиноидам относят три группы соединений: 1) оранжевые или красные каротины, 2) желтые ксантофиллы, 3) каротиноидные кислоты. Каротины и ксантофиллы состоят из 8 остатков изопрена, которые образуют цепь конъюгированных двойных связей. Основные каротиноиды - b-каротин, лютеин, виолаксантин и неоксантин [8].

Каротины и ксантофиллы растворимы в хлороформе, бензоле, сероуглероде, ацетоне. Каротины хорошо растворяются в эфирах, но плохо в спиртах, а ксантофиллы наоборот. Каротиноиды имеют максимумы поглощения в фиолетово-синей и синей частях спектра света. Они не способны к флуоресценции.

Главные функции каротиноидов: поглощение света в качестве дополнительных пигментов, защита молекул хлорофиллов от необратимого фотоокисления, тушение активных радикалов, участие в фототропизме, так как способствуют определению направления роста побега [1,2].

2. Объекты, методы и район исследования

Для настоящего исследования были взяты образцы побегов и хвои в зимний период из районов г. Красноярск с различным уровнем загрязнения. В качестве объектов исследований использовались деревья сосны обыкновенной (Pinus sylvestris L.) и ели сибирской (Picea obovata Ledeb.), входящих в состав искусственных насаждений г. Красноярск.

На пробных площадках отбирали деревья в возрасте 30-40 лет и срезали центральные побеги, отсчитывая 3-4 года.

Пробная площадь № 1 (ПП1) - рекреационная зона, находится на западной окраине города. Промышленные предприятия отсутствуют, автомобильный поток слабый.

Пробная площадь № 2 (ПП2) - индустриальная зона, расположена в северо-восточной части города, где находится алюминиевый завод (КрАЗ).

Пробная площадь №3 (ПП3) - промышленная зона, расположена в юго-восточной части города, в этом районе расположены завод тяжелого машиностроения, цементный завод и ряд других предприятий;

Пробная площадь №4 (ПП4) - находится в западной части города в непосредственной близости к оживленной автомобильной магистрали, промышленные предприятия отсутствуют.

Деревья сосны обыкновенной с контрольной пробной площади (ПП1) в возрасте 30-40 лет достигают в высоту около 10 м, что соответствует первому классу бонитета. Диаметр ствола в среднем 9,8 см. Их кроны хорошо развиты, имеют правильную форму; побеги хорошо охвоены, присутствует хвоя с 1 по 5 год, цвет хвои темно-зеленый.

Для деревьев, произрастающих в загрязненных районах ПП2, ПП3 и ПП4, характерна значительно меньшая высота - около 6 м, что соответствует четвертому классу бонитета. Диаметр ствола - 6 см. Наблюдаются случаи суховершинности, нижние ветви также часто усохшие. Крона изрежена, многие ветви искривлены. Присутствует хвоя 1 и 2 годов, кое-где в незначительных количествах сохраняется хвоя 3 года. Цвет хвои желто-зеленый, присутствуют хлорозы и некрозы. Поверхность хвои покрыта серым налетом.

Для определения влияния загрязнения окружающей среды на жизнедеятельность растения необходимо привлечение целого комплекса методов исследований.

Элементный полуколичественный анализ хвои выполняли методом рентгенофлуоресцентной спектроскопии на спектрометре с волновой дисперсией ARL Advant`X (лаборатория рентгеноспектральных методов анализа ЦКП СФУ). Количественное содержание элементов в образцах оценивали на основании метода фундаментальных параметров с использованием программного обеспечения UniQuant-5. Для анализа высушенную и измельченную хвою прессовали в таблетки. В качестве связующего материала использовали борную кислоту, которая добавляли к образцу в контролируемом соотношении. При расчете данная методика позволяет учесть элементы третьего периода и далее в процентном соотношении.

Пигментный анализ хвои был проведен на спектрофотометре «Spekol»,

са=12,21*(рез(663)-рез(720))-2,81*(рез(646)- рез(720))

сb=20,13*(рез(646)-рез(720))-5,03*(рез(663)- рез(720))

с car=(1000*(рез(470)-рез(720))-3,27 * са-100* сb)/229

F=(c пигмента*V полученной вытяжки)/1000*m навески

где

F - содержание растительного материала

В нашем случае V=25 мл, m=0,5 гр

В качестве показателя состояния растений и глубины покоя использовали отношение интенсивностей флуоресценции, соответствующих низкотемпературному и высокотемпературному максимумам кривой ТИНУФ (R2), а также наглядный вид кривых ТИНУФ. Регистрацию термоиндуцированных изменений нулевого уровня флуоресценции хлорофилла проводили в диапазоне от 20 до 80°С при скорости нагрева 8 градусов в минуту на флуориметре «Фотон-11», разработанном в СФУ под руководством профессора Ю.С. Григорьева.

Соотношение низко- и высокотемпературного максимумов (R2) определяли по формуле:

R2 = Флнт/Флвт

Где Флвт - интенсивность флуоресценции при высокотемпературном максимуме,

Флнт - интенсивность флуоресценции при низкотемпературном максимуме.

Морфометрический анализ проводили по следующим показателям: линейный прирост побега, число хвои на 1 см побега, длина хвои, % хвои с некрозами и хлорозами.

3. Результаты исследования и их обсуждениие

Способность хвои накапливать атмосферные поллютанты в течение длительного времени дает возможность широко использовать хвойное растение как биоиндикатор оценки качества окружающей среды.

Нами были измерены морфометрические показатели побега и проведен элементный анализ состава хвои.

Таблица 1 - Динамика изменения морфометрических параметров хвои ели

Пробные площадки	хвоя 1,2 года	хлороз %	некроз %	Кол-во хвои на см. побега	длинна побега см.	длинна хвои см.
ПП1	2010	2,5	0	14,8	5,4	1,7
	2011	11	0	18,5	6	1,7
	2011/2	3	1	11,5	6	2,2
ПП2	2010	2,5	0	18,7	6	1,3
	2011	0	0	17,9	5,9	1,4
	2011/2	0,1	0	16,3	7,6	1,8
ПП3	2010	0	1,4	14,2	5	1,6
	2011	2,7	0	17,2	6,5	1,2
	2011/2	1,1	0	10	8,7	1,7

Таблица 1 - Динамика изменения морфометрических параметров хвои сосны

Пробные площадки	хвоя 1,2 года	Хлороз %	Некроз %	Кол-во хвои на см. побега	Длинна побега см.	Длинна хвои см.
ПП1	2010	4,2	0,9	16,2	14,5	4,7
	2011	4,1	0	14,5	17,3	5,6
	2011/2	3,2	1,3	15,6	13,4	5,9
ПП2	2010	27,5	18,5	12,2	3	3,5
	2011	11,3	16,3	14,3	16,5	7,9
	2011/2	30,8	35,2	4,3	15,5	8
ПП3	2010	10,5	0	12,2	8,5	7,6
	2011	12,1	8,9	12,2	14,5	9,1
	2011/2	12	66	8,4	12,5	9

ПП1. Максимальный возраст хвои - 3 года (на участке третьего года жизни - 53 хвоинки); большая часть хвоинок -70% - без пятен, на остальных - небольшое число (1-2) мелких пятен жёлтого цвета, небольшое количество сухих участков на хвоинках.

ПП2. Максимальный возраст хвои - 3 года (на участке третьего года жизни - сухие хвоинки). 42,5% общего количества хвоинок без пятен, зеленого цвета. На остальных -57,5% - пятна на хвоинках - мелкие; жёлтого цвета. Присутствуют Сухие участки на хвоинках.

ПП3. Максимальный возраст хвои - 3 года, но в нижней части участка ствола второго года жизни хвоинки расположены реже (на участке третьего года жизни - сухие хвоинки). На хвоинках мелкие жёлтые пятна, много некротизированной хвои. Общее поражение хвои 70,5%.

Таблица 2. Элементный состав хвои сосны 1 год

Элемент	Площадка №1	Площадка №2	Площадка №3
Ca	49,49±2,28	45,18±0,9	34,84±1,07
K	29,11±0,55	27,26±0,13	20,31±0,25
S	5,51±0,01	5,45±0,15	9,94±0,07
Fe	0,31±0,28	5,37±0,16	11,32±0,13
Si	2,15±0,01	4,45±0,12	7,94±0,16
P	5,63±0,02	4,18±0,11	3,51±0,06
Al	1,05±0,001	2,37±0,06	3,39±0,07
Mg	2,17±0,01	1,88±0,05	1,91±0,04
Cl	0,25±0,21	1,71±0,06	3,51±0,06
Zn	0,64±0,02	0,53±0,03	0,41±0,01
Mn	0,61±0,001	0,40±0,01	0,36±0,01
Na	0,12±0,06	0,38±0,04	0,68±0,01
Sr	0,16±0,12	0,32±0,09	0,39±0,04
Ti	0,18±1,46	0,30±0,01	0,47±0,01
Cd	-	0,08±0,08	-
Cu	0,10±0,08	0,07±0,07	0,07±0,02
F	2,05±1,75	-	-
Dy	0,27±3,78	-	-
Ag	0,10±0,09	-	-
Ba	-	-	0,56±0,46
Pb	-	-	0,27±3,09
Cr	-	-	0,02±0,02

Таблица 2. Элементный состав хвои ели 1 год

элемент	Площадка №1	Площадка №2	Площадка №3	Площадка №4
Ca	63,60±2,45	57,34±1,83	60,16±1,98	51,8727±2,12
K	18,26±0,07	14,05±0,06	13,32±0,15	17,89216±0,21
Fe	2,79±0,07	5,34±0,17	5,23±0,17	6,821384±0,15
Si	3,48±0,1	4,54±0,15	6,88±0,26	5,78513±0,13
P	2,14±0,05	3,98±0,13	2,26±0,07	3,086397±0,07
Mn	0,09±0,02	3,35±0,12	0,132458±0,01	0,285529±0,2
S	2,14±0,05	3,30±0,11	3,217913±0,1	4,689236±0,1
Al	1,40±0,04	1,81±0,06	1,840945±0,06	1,960682±0,04
Mg	0,66±0,02	1,77±0,05	1,115044±0,03	1,655024±0,03
Cl	1,12±0,03	0,98±0,03	1,025242±0,04	1,632659±0,04
Zn	0,52±0,01	0,92±0,02	0,728895±0,02	0,451031±0,01
Ba	0,67±0,43	0,81±0,41	0,583714±0,4	0,670956±0,38
Sr	0,64±0,02	0,74±0,02	1,541605±0,05	0,820057±0,74
Cs	0,44±0,34	0,34±0,31	0,344242±1,28	0,424939±0,29
Ti	0,15±1,42	0,28±0,01	0,224506±0,01	0,344424±0,01
I	0,27±0,2	0,20±0,19	-	0,208742±0,18
Na	0,04±0,03	0,17±0,03	0,160896±0,03	0,337714±0,02
F	1,21±0,87	-	1,167429±0,76	1,006434±0,77
Sb	-	-	-	0,114808±0,1
Te	0,18±0,15	-	-	-
In	0,06±0,06	-	-	-
Ru	0,03±0,03	-	-	-
Ag	-	-	0,045649±0,04	-

Рассмотрим соотношение элементов, содержащихся в хвое загрязненной и контрольной площадей. Фосфор и магний, присутствуют в большем количестве в хвое контрольной пробной площади. Фосфор является необходимым компонентом для энергетического обмена. Магний входит в состав хлорофилла. Как свидетельствуют данные полученные для хвои с пробной площади № 2, сера, железо, хлор, кремний и алюминий содержатся в большей концентрации, чем на контрольной площади, что говорит о более высоком уровне загрязнения, который оказывает токсичное влияние на растение, способствуя появлению хлорозов и некрозов в хвое. Чрезмерная концентрация ионов хлора в растениях может иметь и отрицательную сторону, например, снижать содержание хлорофилла, уменьшать активность фотосинтеза, задерживать рост и развитие растений. Такие элементы, как алюминий и кремний, оказывают негативное влияние на метаболические процессы хвои.

Превышение количества токсичных элементов оказывает непосредственное влияние на морфометрические особенности растения. Так, показатели охвоенности однолетнего побега у сосны, находящейся в зоне умеренного загрязнения, достигают 16,2 шт/см. У сосны из зоны повышенного загрязнения этот же показатель не превышает 13,3 шт/см. Особенно сильно различаются показатели по количеству хлорозов и некрозов.

Мы исследовали хвою текущего года т.к. на ней можно проследить за изменениями за каждый год загрязнения окружающей среды данной пробной площади. А хвоя 2, 3 и 4 года отражает ситуацию за несколько предшествующих лет (т. к. накапливает в себе токсины не только за текущий год, но и за остальные годы своего существования).

Рисунок - Динамика коэффициента R2 (ТИНУФ) хвои сосны обыкновенной и ели сибирской из района ПП3 в день сбора, январь 2011 г.



Рисунок 11 - Динамика коэффициента R2 (ТИНУФ) хвои ели сибирской из контрастных по уровню загрязнения районов в день сбора, январь 2011 г

На данных графиках мы видим что представитель хвойных ель сибирская (Picea obovata Ledeb.) выходит из покоя гораздо быстрее чем сосна обыкновенная (Pinus sylvestris L.) это связанно с естественной физиологией растения. Но при сравнении ели, собранной с пробной площади №1 (ПП1) находящейся в рекреационной зоне на западной окраине города, где промышленные предприятия отсутствуют и автомобильный поток слабый, с пробной площадью № 2 (ПП2) расположенной в индустриальной зоне в северо-восточной части города, где находится алюминиевый завод (КрАЗ) и пробной площадю №3 (ПП3) расположенной в промышленной зоне юго-восточной части города, в этом районе расположены завод тяжелого машиностроения, цементный завод и ряд других предприятий, то мы видим достаточно сильные отличия. В индустриальных районах выход из покоя более быстрый что свидетельствует об атмосферном загрязнении. Так при сравнении 1, 2 и 3 года мы видим что 2 и 3 год выходят гораздо быстрее, т. к. накапливают в себе атмосферные поллютанты.

Исследование содержания фотосинтетических пигментов на спектрофотометре «Spekol»;

Рисунок 12 - Содержание хлорофилл a в хвое сосны обыкновенной

Рисунок 13 - Содержание хлорофилл b в хвое сосны обыкновенной



Рисунок 14 - Содержание каротиноидов в хвое сосны обыкновенной

Рисунок 15 -Отношение содержания хлорофилла a/b

Как свидетельствуют данные, представленные на рисунках 12-15,

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

На основании проделанной работы можно сделать следующие выводы:

1. Элементный анализ хвои свидетельствует о накоплении хвоей токсикантов в районах, подверженных загрязнению воздушной среды.

2. По данным морфометрического анализа побегов сосны обыкновенной и ели сибирской можно заключить, что при хроническом типе повреждения растительности, обусловленном длительным воздействием токсических газов, может наблюдаться у сосны преждевременная дефолиация, у ели - развитие хлорозов и некрозов.

3. На основании регистрации ТИНУФ хлорофилла хвои побегов сосны и ели видно, что ель сибирская имеет меньшую глубину зимнего покоя по сравнению с сосной обыкновенной; загрязнение воздуха приводит к уменьшению глубины покоя.

4. По данным анализа содержания фотосинтетических пигментов видно, что с ростом уровня загрязнения отношение хлорофилла a/b уменьшается, суммарное количество хлорофилла a и b тоже уменьшается.

5. Для биоиндикации состояния среды с помощью сосны обыкновенной хорошо подходит морфометрический анализ, в частности охвоенность побега, т. к. для вывода токсичных элементов происходит сброс хвои т. е. дефолиация. Для использования ели в качестве биоиндикатора оптимально использование методов ТИНУФ (глубина зимнего покоя) и определение количества фотосинтетических пигментов.

СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННЫХ ИСТОЧНИКОВ

1. Полевой В.В. Физиология растений. М.: Высш. шк., 1989. 464 с.

2. Полевой В.В. Физиология растений 2. М.: Высш. шк., 1976. 576 с.

3. Васильев, И.М. Зимовка декоративных растений в условиях города. / И.М. Васильев. - М., 1955. - 103с.

4. Николаевский В.С. Биологические основы газоустойчивости растений. Новосибирск: Наука, 1979.

5. Николаевский В.С. Экологическая оценка загрязнения среды и состояния наземных экосистем методами фитоиндикации. Пушкино: ВНИИЛМ, 2002.

6. Володько И.К. ''Микроэлементы и устойчивость растений к неблагоприятным условиям'', Минск, Наука итехника, 1983г.

7. Рейвн П., Эверт Р., Айкхорн С. Современная ботаника. М.: Мир, 1990. 347 с.

8. Крепс Е.М. Липиды клеточных мембран . Л.: Наука, 1981. 144 с.

9. А. А. Анисимова, «Основы биохимии» М., Высшая школа, 1986

10. В.Л, Кретович, «Биохимия растений» М., Высшая школа

11.

12. А. Гэлстон, П. Девис, Р. Сэттер, «Жизнь зеленого растения» Пер. с англ. М.: Мир, 1983. -- 552 с, ил.

13. А. Б. Рубин «Биофизиологические методы в экологическом мониторинге» Соросовский образовательный журнал, том 6. №4, 2000г.

14. Рубин А.Б. Первичные процессы фотосинтеза // Соросовский Образовательный Журнал. 1997. № 10. С. 79--84.

15. Тихонов А. Н. Регуляция световых и темновых стадий фотосинтеза // Соросовский Образовательный Журнал. 1999. № 11. С. 15.

16. Г. А. Самыгина, «Холодостойкость» М., Колос, 1983

17. Физиологические и биохимические базы зимостойкости древесных растений'', Москва, Наука, 1971г.

18. Гаевский Н.А., Сорокина Г.А., Гехман А.В., Фомин С.А., Гольд В.М. Способ определения глубины покоя древесных растений. Авторское свидетельство №1358843 от 15 августа 1987г.

19. Генкель, П.А. Диагностика морозоустойчивости растений по глубине покоя их тканей и клеток. / П.А. Генкель, Е.З Окнина. - М., Изд-во АН СССР, 1964. - 173с.

20. http://www.dissercat.com/content/otsenka-morozoustoichivosti-mestnykh-i-introdutsirovannykh-khvoinykh-porod-v-usloviyakh-yuzh

21. Santarius K.A. // Wiss. Beitr. M.-Luther-Univ. Halle-Wittenberg. 1982. № 17. S. 161-170

22. Чиркова Т.В. Пути адаптации растений к гипоксии и аноксии. Л.: Изд-во ЛГУ, 1988. 244 с.

23. Таирбеков М.Г. // Успехи соврем. биологии. 1973. Т. 75, № 3. С. 406-418.

24. Huttunen, S. Holarctic Ecology / S. Huttunen, P. Havas, К. Laine. - 1981, 4, 94-101.

25. 2. Huttunen, S. Kolari, Ann. Bot. Fenn / S. Huttunen, L. Karenlampi, K. Kolari. - 1981. - № 18. - С. 63-71

26. 3. Хуттунен, С. Загрязнение воздуха и жизнь растений / С. Хуттунен. - СПб, 1988. - 357-391 с.

27. 4. Трешоу, М. Диагностика влияния загрязнения воздуха и сходство симпто-мов//Загрязнение воздуха и жизнь растений / М. Трешоу. Д. Гид-рометиоиздат, 1988. - 126 - 143 с

28. Нестеров, Я. С. Физиология состояния покоя у растений / Я. С. Нестеров. М., 1968. - 305 с.

29. .Dekker, J. P. Supramolecular Organization of Thylakoid Membrane Proteins in Green Plants / J.P Dekker, E. J. Boekema // Biochim. Biophys. Acta. - 2005. - 12-39 p.

30. Jensen, P. E. Function and Regulation of Plant Photosystem / R. Bassi, E. J Boekema, J. P. Dekker, S Jansson, D.Leister, C. Robinson // Biochim. Biophys. Acta. - 2007. - 335-352.р.

31. Melis, A. Dynamics of Photosynthetic Membrane Composition / A. Melis // Biochim. Biophys. Acta. - 1991. - 87-106 р.

Размещено на Allbest.ru