Влияние алкогольной интоксикации на активность основных карбоксипептидаз в тканях самок крыс на разных стадиях эстрального цикла

Через 6 часов после внутрибрюшинного введения этанола в дозе 1г/кг происходило повышение активности КПН в гипофизе, гипоталамусе, среднем мозге и стриатуме. В сером веществе и гиппокампе активность фермента не изменялась. Введение этанола в дозе 4 г/кг вызывало повышение активности фермента в гипофизе, гипоталамусе и сером веществе; в среднем мозге и стриатуме активность не изменялась [26]. В другой работе указывается, что у самцов крыс, которым вводили внутрибрюшинно этанол в дозе 4 г/кг через 3 и 6 часов после его введения отмечено повышение удельной активности энкефалинконвертазы в коре мозга и среднем мозге; в гиппокампе изменения активности фермента носили синусоидальный характер [14]. Хроническое потребление этанола вызывало снижение активности КПН в гипофизе [25, 26], гипоталамусе [26], стриатуме [26, 36], коре мозга и среднем мозге [14]. Во всех исследованных отделах активность мембраносвязанной формы изменялась более значительно, чем растворимой, что, вероятно, связано с мембранотропным эффектом этанола [256].

Достоверные изменения активности КПМ при хроническом потреблении этанола выявлены в гиппокампе, где активность КПМ увеличивается, но снижается в больших полушариях, не обнаружено достоверных отличий в активности фермента в гипоталамусе, стриатуме и четверохолмии [36]. Хроническая алкоголизация существенно влияла на активность ФМСФ-КП: активность фермента повышалась в гипоталамусе, стриатуме, четверохолмии, то есть тех отделах головного мозга, в которых при алкоголизации наблюдаются наиболее существенные изменения уровня энкефалинов и некоторых других нейропептидов. Активность ФМСФ-КП при хронической алкогольной интоксикации осталась на прежнем уровне в гиппокампе и больших полушариях [36].

Интересные данные о влиянии внутрибрюшинного введения самцам крыс физиологического раствора на активность ферментов обмена нейропептидов приводятся в работе Вернигоры и соавт. [38]. Ими обнаружено повышение активности КПН в гипофизе и стриатуме, АПФ в гипофизе и сыворотке крови, КПN в сыворотке. Эти ферменты участвуют в обмене целого ряда НП, поэтому внутрибрюшинное введение физраствора может приводить к значительным изменениям в функционировании пептидэргических систем. Причем эти изменения затрагивают стресс-систему, опиоидэргическую и ангиотензин-брадикининовую систему. Поэтому при проведении острых экспериментов необходимо рассматривать все наблюдаемые явления с учетом изменений, вызванных внутрибрюшинной инъекцией [38]. В ряде работ указывается, что, по-видимому, КПН, КПN и АПФ вовлекаются в реализацию стресс-протективного действия этанола [26, 40].

Таким образом, этанол вызывает изменение активности ряда протеолитических ферментов. Это, в свою очередь, ведет к изменению уровня многих регуляторных пептидов, что можно рассматривать как один из патогенетических факторов алкоголизма.

1.4. Карбоксипептидаза H (КФ 3.4.17.10)

КПH (КПE, энкефалинконвертаза) впервые выделена и охарактеризована Fricker и Snyder из хромаффинных гранул надпочечников быка, как фермент, образующий энкефалины из их предшественников [152]. Позднее фермент был выделен и очищен из мозга [34, 153, 154], гипофиза [153, 154], островков Лангерганса поджелудочной железы [122, 133, 161, 198]. Фермент, выделенный из разных тканей разных видов животных, имеет очень близкие физико-химические и каталитические свойства.

КПH является одноцепочечным гликопротеином и существует как в растворимой, так и в связанной с мембранами формах [34, 122, 197]. Существуют две формы мембраносвязанной КПH, отличающиеся по прочности связывания с мембранами. Одна из этих форм экстрагируется из мембран при pH 5,6 1 M раствором NaCl, вторая - только при совместном воздействии 1 M NaCl и 1% Тритона X-100 [147, 258].

Фермент синтезируется в виде неактивного зимогена с Mr 75000 [209], который превращается в активную форму под действием трипсиноподобных ферментов в ходе созревания секреторных везикул [140, 161]. Сначала образуется неактивная форма с Mr 65000 [168, 169], которая превращается в активные формы с Mr 52000 - 53000 и 55000 - 57000 [140, 161, 220]. Отличия в Mr этих форм не связаны с различиями в степени гликозилирования [161, 220, 221]. Форма с Mr 55000 - 57000 отличается от формы с Mr 52000 - 53000 наличием N-концевого сигнального пептида [220]. Обе формы существуют и в растворимом, и в связанном с мембранами виде [161, 140]. Активность растворимой формы фермента в расчёте на молекулу фермента выше, чем мембраносвязанной [143, 147]. Соотношение между растворимой и мембраносвязанной формами изменяется по мере созревания секреторных везикул [171]. За связывание фермента с мембранами отвечает C-концевая амфифильная последовательность, которая присутствует только у мембраносвязанной формы [147]. Она состоит из 21 остатка чередующихся гидрофобных и гидрофильных аминокислот. В аминокислотной последовательности КПH обнаружен также Ca²⁺-связывающий участок [213], но ионы Ca²⁺ влияют не на активность, а на стабильность, агрегацию и способность к связыванию с мембранами [255].

КПН проявляет максимальную активность при рН 5,5-6,0, что соответствует рН внутри секреторных везикул и является тиолзависимым металлоферментом, в активном центре которого находится ион Zn²⁺ [149, 153]. Данный фермент сильно (примерно в 5-10 раз) активируется ионами Со²⁺, в меньшей степени (в 2-3 раза) - ионами Ni²⁺, ингибируется ионами Сd²⁺ и Cu²⁺, хелатирующими агентами: ЭДТА, о-фенантролином, при применении которых активность фермента восстанавливается добавлением ионов Zn²⁺. Фермент также ингибируется реагентами на сульфгидрильные группы: ПХМФС, ПХМБ, N-этилмалеимидом и органическими кислотами, содержащими амино- или гуанидиновую группу: ГЭМЯК, ГПЯК, АПМЯК, АПЯГ, МГТК. Наиболее эффективными ингибиторами являются ГЭМЯК и ГПЯК с К_i 8,8 и 7,5 нМ соответственно.

ФМСФ, 2-меркаптоэтанол, а также ионы Мg²⁺ и Mn²⁺ не влияют на активность КПН [149, 152, 153, 167, 258].

КПH отщепляет остатки аргинина и лизина с C-конца синтетических и природных пептидов. Скорость отщепления остатков аргинина в несколько раз больше, чем остатков лизина. Остатки гистидина отщепляются с очень маленькой скоростью, по сравнению с остатками лизина. Остатки ароматических аминокислот не отщепляются. Скорость расщепления субстратов зависит от предшествующего аминокислотного остатка. Скорость расщепления дансил-фен-ала-арг на порядок выше, чем скорость расщепления дансил-фен-гли-арг, дансил-фен-лей-арг и дансил-фен-иле-арг [167, 172, 234, 254].

Локализация фермента в целом соответствует распределению биологически активных пептидов и их предшественников [50, 144, 145]. Наиболее высокая активность КПH обнаружена в аденогипофизе, хромаффинных гранулах надпочечников [152, 153, 154] и островках Лангерганса поджелудочной железы [122, 161]. Более низкая (примерно на порядок) активность фермента обнаруживается в задней доле гипофиза [172, 177], гипоталамусе, стриатуме, гиппокампе, среднем мозге, коре больших полушарий [89]. Наиболее низкая активность КПH обнаружена в стволовой части головного мозга, спинном мозге, легких, сердце, желудочно-кишечном тракте, печени и почках. Установлено, что КПH ассоциирована со структурными элементами ЭПР, комплекса Гольджи и секреторными везикулами, где протекает процессинг предшественников различных биологически активных пептидов [144]. Фермент обнаружен в секреторных везикулах, содержащих энкефалины [196], атриальный натрийуретический фактор [197], глюкагон [161, 218], инсулин [122, 133], АКТГ [134, 201], пролактин [150], вещество P [111], вазопрессин и окситоцин [214, 234] и другие регуляторные пептиды. Различные ингибиторы и активаторы секреции координировано регулируют выделение КПH и энкефалинов [151, 170], АКТГ [182, 183, 201], пролактина [150], вазопрессина [103, 200] и инсулина [160].

Физико-химические свойства, субстратная специфичность, тканевая, клеточная и субклеточная локализация, особенности изменения активности фермента при различных фармакологических воздействиях на культуры клеток, нарушение синтеза нейропептидов у мышей с дефектной КПН свидетельствуют о том, что исследуемый фермент вовлекается в процессинг многих биологически активных пептидов, таких как энкефалины, АКТГ, -эндорфин, вазопрессин, окситоцин, нейротензин, меланоцитстимулирующий гормон, вещество Р и др.

Показано, что КПН вовлекается в определение агрессивности [52], предрасположенности к потреблению этанола[56], в развитие физической зависимости от этанола[14, 49, 52, 55], в ответ на различные стрессирующие воздействия [30, 33, 48, 52], введение стероидных гормонов in vivo [39], имеются данные о наличии половых различий в активности фермента [78].

1.5. ФМСФ-ингибируемая карбоксипептидаза

В 1995 г. Вернигора и соавт. обнаружили в растворимой фракции серого вещества головного мозга кошки основную КП, активность которой полностью подавляется ФМСФ [42].

Фермент, по результатам гель-фильтрации, имеет Мr 100000; проявляет максимальную активность при рН 6,0-6,5, но сохраняет 40-45% активности при рН 5,5. Фермент полностью ингибировался ФМСФ и ПХМБ, примерно на 40% ингибировался иодацетамидом. ЭДТА, 2-меркаптоэтанол, N-этилмалеимид, ионы Co²⁺ и ГЭМЯК не влияли на его активность. Фермент почти в 2 раза активировался 50 мМ NaCl, несколько слабее - NaBr, KCl и KJ. Повышение концентрации NaCl не приводило к увеличению степени активации фермента [42, 47].

Согласно данным тонкослойной хроматографии частично очищенный фермент отщеплял аргинин от лей⁵-энкефалин-арг⁶ и дансил-фен-лей-арг с образованием лей⁵-энкефалин и дансил-фен-лей соответственно. Более глубокого гидролиза субстратов не наблюдалось. Фермент также не расщеплял субстрат КПA - карбобензокси-гли-лей [42, 47]. Таким образом, по субстратной специфичности ФМСФ-ингибируемая карбоксипептидаза сходна с ЛКПB. Вместе с тем физико-химические свойства фермента (ингибирование ФМСФ, нечувствительность к ЭДТА, ГЭМЯК и ионам Co²⁺) отличают его от ЛКПB [1, 192]. Ингибирование фермента ФМСФ позволяет предположить, что он является сериновой карбоксипептидазой. В тканях млекопитающих обнаружены две сериновые карбоксипептидазы - ЛКПА (КФ 3.4.16.1, катепсин A, лизосомальная карбоксипептидаза L) и карбоксипептидаза C (КФ 3.4.12.4, ангиотензиназа C, пролилкарбоксипептидаза). Но ФМСФ-ингибируемая карбоксипептидаза отличатся от карбоксипептидазы C по молекулярной массе и субстратной специфичности [226, 249].

В то же время, ФМСФ-ингибируемая карбоксипептидаза имеет сходные с ЛКПA молекулярную массу, оптимум pH, ингибиторный профиль, но отличается от последней по субстратной специфичности и тканевой локализации [204, 226].

Активность ФМСФ-ингибируемой КП обнаружена во всех отделах мозга и в большинстве тканей, за исключением почек, в которых присутствуют лишь следы ее активности. Наибольшая активность фермента отмечается в надпочечниках, примерно на 40% ниже - в гипофизе, в печени и селезенке его активность составляет примерно 30-35% от активности в гипофизе. В семенниках активность ФМСФ-ингибируемой КП примерно в 2,5 раза ниже, чем в надпочечниках. В отделах мозга активность фермента примерно в 2-3 раза ниже, чем в гипофизе. Наиболее высокая активность ФМСФ-ингибируемой КП в мозге обнаруживается в обонятельных луковицах, наиболее низкая - в четверохолмии и гиппокампе [35].

Обращает на себя внимание тот факт, что сродство обнаруженного фермента к дансил-фен-лей-арг (К_m гидролиза - 48 мкМ), выше, чем сродство КПН (К_m гидролиза - 96 мкМ). Это позволяет предположить, что энкефалин-лей⁵-арг⁶ может быть лучшим субстратом для ФМСФ-ингибируемой КП, чем для КПН. ФМСФ-КП проявляет существенную активность при значениях рН, соответствующих таковому внутри секреторных везикул. Таким образом, возможно, что обнаруженный фермент вовлекается в процессинг нейропептидов, в частности энкефалин-лей⁵-арг⁶, тем более, что в литературе имеются данные о том, что региональное распределение КПН и энкефалинов не всегда соответствует друг другу [75].

ФМСФ-КП вовлекается в развитие алкогольной зависимости [36, 37], в ответ на различные стрессирующие воздействия [13], обнаружены половые различия в активности ФМСФ-КП, причем у самок активность фермента во многих тканях выше, чем у самцов [44, 91, 139].

1.6. Карбоксипептидаза M (КФ 3.4.17.2)

Карбоксипептидаза M представляет собой мембраносвязанный одноцепочечный гликопротеин с молекулярной массой 62 кДа, заякоренный в плазматической мембране при помощи остатка гликозил-фосфатидилинозитола [123, 248]. Обработка трипсином и фосфолипазой C приводит к удалению гидрофобного хвоста и высвобождению фермента из клеточной мембраны [121, 250].

Высвобождение КПM из плазматической мембраны происходит и in vivo, поскольку фермент обнаружен в различных биологических жидкостях, в частности в моче и амниотической жидкости [250].

При химическом дегликозилировании образуется полипептид с Mr 48000, который состоит из 439 аминокислотных остатков [245, 251]. Аминокислотная последовательность фермента на 41% идентична КПN и КПH, на 15% - КПB и КПA. Многие остатки активного центра идентичны таковым КПA и КПB, но перекрёстной реакции с антисыворотками к другим КП фермент не даёт [251, 260].

Фермент отщепляет остатки только основных аминокислот, при отсутствии ионов Co²⁺ предпочтительней отщепляет аргинин, а в присутствии Co²⁺ - лизин. Эстеразная активность фермента значительно выше, чем пептидазная [123, 248]. КПM проявляет максимальную активность при pH 7,0, ионы Co²⁺ повышают активность фермента в 1,5-2 раза, причём степень активации возрастает при снижении pH [123]. Активность КПM подавляется ионами Cd²⁺, о-фенантролином, МГТК и ГЭМЯК [123, 248].

ПХМФС, HgCl2, дитиотреитол, ФМСФ, апротинин, каптоприл и фосфорамидон не влияют на активность фермента [123, 248].

Фермент локализован преимущественно в плаценте, почках, эндотелиальных клетках кровеносных сосудов, обнаружен в периферической нервной системе и головном мозге[123, 212].

КПМ in vitro отщепляет С-концевые остатки основных аминокислот от динорфина А 1-13, мет-энкефалин-арг⁶, мет-энкефалин-лиз⁶, лей-энкефалин-арг⁶, брадикинина [1, 123, 248,], фактора роста эпидермиса [175], образует интактные кинины и анафилотоксины С3а, С4а, С5а [223]. Предполагают, что фермент может инактивировать или модулировать пептидные гормоны перед или после взаимодействия последних с рецепторами [28].

Стоит отметить, что если физико-химические свойства КПН, ФМСФ-КП и КПМ изучены достаточно хорошо, то биологическая роль данных ферментов, в том числе их участие в различных физиологических и патологических процессах исследованы значительно хуже. Поэтому представляется весьма интересным изучение их активности при различных процессах в организме, в том числе при острой алкогольной интоксикации.

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

2.1. Материалы исследования

Опыты проводили на самках и самцах белых беспородных крыс массой 150-200 г. Животных содержали в стандартных условиях вивария.

В работе использовали четыре группы животных. У самок крыс определяли стадию эстрального цикла по влагалищному мазку [59], при цитологическом исследовании которого животных разделяли на три группы. Животные первой группы находились в стадии диэструса, второй - в стадии проэструса, третьей - в стадии эструса, четвертую группу составляли самцы. Каждую из четырех групп разбивали на четыре подгруппы: первая - интактная. Животным второй подгруппы внутрибрюшинно вводили 5% раствор этанола, в дозе 1 г на кг веса тела, а животным третьей - 20% раствор этанола в дозе 4 г на кг веса. Животным четвертой подгруппы вводили внутрибрюшинно эквивалентное количество физиологического раствора. Животных декапитировали через 0,5 часа, 4часа и 18 часов после инъекции. Декапитацию самок крыс в стадии проэструса проводили только через 0,5 часа и 4 часа после инъекции, так как продолжительность данной стадии эстрального цикла около 12 часов. Затем извлекали гипофиз, гипоталамус, стриатум, надпочечники и половые железы. Ткани помещали в предварительно охлажденный физиологический раствор, очищали от кровеносных сосудов и оболочек, высушивали фильтровальной бумагой.

Для определения активности ферментов ткани взвешивали, а затем гомогенизировали в стеклянном гомогенизаторе с тефлоновым пестиком в 10 мМ натрий-ацетатном буфере (рН 5,6), содержащем 50 мМ NaCl в соотношении 1:100 (вес:объем) для отделов мозга, надпочечников и яичников, 1:50 для семенников.

В качестве специфических ингибиторов применяли ФМСФ (“Serva”, США) и ГЭМЯК (любезно предоставлена доктором О.Л. Варламовым). Субстраты дансил-фен-ала-арг, дансил-фен-лей-арг были синтезированы к.х.н. В.Н. Калихевичем. Для внутрибрюшинных инъекций применялся дважды перегнанный медицинский спирт. В работе использовали ацетат натрия (“Merck”, Германия), трис-НСl (“Serva”, США), все остальные реактивы были отечественного производства с квалификацией ”ХЧ” и ”ОСЧ”.

2.2. Методы исследования

2.2.1. Метод определения активности карбоксипептидазы Н и карбоксипептидазы М

Активность КПН определяли модифицированным методом Fricker и Snyder [153].

Для определения активности КПН 50 мкл гомогената ткани добавляли к 150 мкл (в случае опытной пробы) 50 мМ натрий-ацетатного буфера, рН 5,6, содержащего 50 мМ NaCl или к смеси 140 мкл вышеуказанного буфера и 10 мкл 25 мкМ водного раствора ингибитора ГЭМЯК (в случае контрольной пробы). Для определения активности КПМ делали также, с той лишь разницей, что в качестве буфера использовали 200 мМ трис-НCl, рН 7,4. Далее пробы преинкубировали 8 минут при 37?С. Реакцию начинали прибавлением 50 мкл предварительно нагретого до 37?С 210 мкМ раствора дансил-фен-ала-арг, приготовленного на воде (конечная концентрация в реакционной смеси 42 мкМ). Пробы инкубировали 60 минут при 37?С. Реакцию останавливали прибавлением 50 мкл 1М раствора HCl.

Для экстракции продукта реакции дансил-фен-ала к пробам приливали по 1,5 мл хлороформа, интенсивно встряхивали в течение 60 с. Хлороформную и водную фазы разделяли центрифугированием в течение 10 минут при 1000об/мин.

Флюоресценцию хлороформной фазы измеряли на флюориметре ФМЦ-2 при л_ex=360 нм и л_em=530 нм в кювете толщиной 1 см. В качестве стандарта использовали 1 мкМ раствор дансил-фен-ала в хлороформе.

Активность фермента определяли как разность прироста флюоресценции в пробах, не содержащих и содержащих ГЭМЯК, и выражали в нмоль дансил-фен-ала, образовавшегося за 1 минуту инкубации в пересчете на 1 мг белка.

2.2.2. Метод определения активности ФМСФ-ингибируемой карбоксипептидазы

Активность ФМСФ-КП определяли флюориметрически [42] с использованием дансил-фен-лей-арг в качестве субстрата.

В контрольные пробы вносили 140 мкл 50 мМ натрий-ацетатного буфера, содержащего 50 мМ NaCl, pH 5,6, 50 мкл препарата фермента и 10 мкл 25 мМ ФМСФ, приготовленного на этаноле. ФМСФ вносили в реакционную смесь после внесения препарата фермента. Опытные пробы содержали 150 мкл указанного буфера и 50 мкл препарата фермента. Пробы преинкубировали 8 мин при 37^oC, затем вносили 50 мкл предварительно нагретого до 37^oC 210 мкМ раствора дансил-фен-лей-арг, приготовленного на воде. Далее пробы обрабатывали как описано для КПH и КПМ. В качестве стандарта использовали 1 мкМ раствор дансил-фен-лей в хлороформе.

Активность фермента определяли как разницу прироста флюоресценции в пробах, не содержащих и содержащих ФМСФ и выражали в нмоль дансил-фен-лей, образовавшегося за 1 мин инкубации в пересчете на 1 мг белка.

Количество белка в пробах определяли по методу Lowry и соавт. [195].

2.2.3. Статистическая обработка результатов исследования

Достоверность отличий между средними определяли с использованием t-критерия Стьюдента [68]. Корреляционный и дисперсионный анализы проводили с помощью программы Statgraphics (версия 3.0) (“STSC, Inc.” США) в режимах Simple Correlation, One-Way ANOVA и Multifactor ANOVA. Принадлежность подгрупп животных к разным гомогенным группам оценивали с помощью Multiple range analysis (Statgraphics (версия 3.0) (“STSC, Inc.” США)). Принадлежность экспериментальных (временных) подгрупп к разным гомогенным группам проводили только в случае достоверности критерия Фишера. При этом оценивали количество гомогенных групп, образуемых экспериментальными подгруппами, с уровнем достоверности р<0,05. Баллы подгруппам присваивали на основании их принадлежности к разным гомогенным группам по мере увеличения среднего. При этом минимальный балл получала временная подгруппа с минимальным средним, максимальный балл - временная подгруппа с максимальным средним, а дробный балл получали подгруппы, входящие одновременно в две гомогенные группы. На основании присвоенных баллов судили о динамике изменения активности ферментов.

2.3. Схема эксперимента

3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

3.1. Исследование активности основных карбоксипептидаз в тканях самок крыс на разных стадиях эстрального цикла

3.1.1. Изучение активности карбоксипептидазы Н в тканях самок крыс на разных стадиях эстрального цикла

а) Распределение активности карбоксипептидазы Н

в тканях интактных самок крыс

Результаты исследований показали, что в зависимости от стадии эстрального цикла меняется активность КПН в гипофизе, гипоталамусе, стриатуме и яичниках (табл.1).

Разные стадии эстрального цикла могут быть расположены по мере убывания активности КПН в гипофизе в ряд: проэструс-эструс-диэструс.

Таблица 1. Активность КПН на разных стадиях эстрального цикла в норме (нмоль продукта, образовавшегося за 1 мин инкубации на 1 мг белка, Mm, n=68).

Примечание. Здесь и в табл. 5 достоверность отличий критерия Стьюдента по сравнению с диэструсом и проэструсом: < - p<0,05, << - p<0,01 и ^ - p<0,05, ^^ - p<0,01, ^^^ - p<0,001 соответственно.

Известно, что стадия проэструса характеризуется наиболее высоким уровнем секреции эстрогенов созревающими фолликулами яичника, а стадия диэструса низким уровнем эстрогенов в организме [12, 17, 45]. В свою очередь секреция эстрогенов находится под влиянием ФСГ и ЛГ, концентрация которых также возрастает в проэструсе и уменьшается в диэструсе [11, 46]. Эти данные позволяют предположить, что КПН, возможно участвует в регуляции уровня этих гормонов в гипофизе на разных стадиях эстрального цикла.

Активность КПН в гипоталамусе на стадии эструса выше чем на стадии проэструса на 17%. В стриатуме в эструсе активность фермента выше по отношению к диэструсу на 27%. Так как КПН вовлекается в процесс биосинтеза энкефалинов, то, возможно, что такое увеличение активности фермента, приводящее к росту содержания энкефалинов в стриатуме, объясняет существенное снижение добровольного потребления этанола самками крыс в эструсе [19, 45].

В надпочечниках достоверных изменений активности КПН в зависимости от стадии эстрального цикла не выявлено.

В яичниках активность КПН на стадии проэструса достоверно выше, чем в диэструсе, что позволяет предположить возможность вовлечения фермента в циклические изменения уровня биологически активных пептидов в этом органе [18, 240].

Таким образом, вероятно, КПН принадлежит важная роль в регулировании уровня нейрогормонов на разных стадиях эстрального цикла.

б) Активность карбоксипептидазы Н при внутрибрюшинном введении физиологического раствора в тканях самок

На стадии ДЭ через 4 часа после введения физиологического раствора активность КПН изменялась в гипофизе, гипоталамусе и надпочечниках (рис. 1). При этом в гипофизе она возросла почти в 2 раза, а в гипоталамусе и надпочечниках уменьшилась на 29% и 51% соответственно. Уменьшение активности КПН в гипоталамусе, вероятно, может способствовать увеличению количества выводимой из организма жидкости, за счет уменьшения образования вазопрессина [72]. Через 0,5 и 18 часов после инъекции достоверных изменений активности КПН не обнаружено. В стриатуме и яичниках введение физиологического раствора не влияло на активность КПН.

На стадии проэструса активность КПН в гипофизе через 0,5 и 4 часа после внутрибрюшинного введения физиологического раствора была достоверно ниже на 35% и 53% соответственно по сравнению с интактными самками. В надпочечниках снижение активности КПН отмечено только через 0,5 часа после инъекции физраствора на 34% по сравнению с интактной группой крыс. Вероятно, такие изменения активности фермента связаны с особенностями оказываемого воздействия, при котором в организм поступает дополнительное количество жидкости [38]. В гипоталамусе, стриатуме и яичниках активность КПН достоверно не изменялась при введении физиологического раствора.

На стадии эструса в гипофизе через 0,5 и 4 часа после введения физраствора активность КПН была ниже нормы на 48% и 42% соответственно. В стриатуме через 0,5 часа после инъекции активность КПН была ниже на 25% по сравнению с интактной группой животных. В гипоталамусе, надпочечниках и яичниках активность КПН достоверно не изменялась при введении физиологического раствора.

Сравнение активности КПН на разных стадиях эстрального цикла при введении физиологического раствора показало, что на стадии эструса в гипофизе через 0,5 часа после оказания воздействия активность фермента достоверно ниже по отношению к диэструсу и проэструсу. Через 4 часа после введения физраствора активность уменьшалась при переходе от диэструса к проэструсу и далее к эструсу. В гипофизе через 18 часов после инъекции активность КПН была достоверно выше в диэструсе по сравнению с эструсом.

В гипоталамусе на стадии эструса через 4 часа после внутрибрюшинного введения физиологического раствора активность КПН выше, чем в диэструсе и проэструсе, а через 18 часов в диэструсе ниже, чем в эструсе.

В стриатуме на стадии диэструса через 0,5 часа после инъекции 0,9 % раствора NaCl активность фермента была выше, чем в проэструсе. Через 4 часа после оказанного воздействия в стриатуме активность КПН в эструсе достоверно выше по отношению к диэструсу и проэструсу, через 18 часов активность фермента в эструсе продолжала оставаться на более высоком уровне, чем в диэструсе.

В надпочечниках на стадии диэструса активность КПН через 0,5 часа после введения физиологического раствора достоверно выше, чем в эструсе и проэструсе, а через 4 часа соотношение активностей фермента на этих стадиях меняется на обратное.

В яичниках на стадии проэструса активность КПН достоверно выше, чем на стадии эструса. Через 4 и 18 часов в диэструсе активность ниже по сравнению с эструсом. Таким образом, введение физраствора приводит к изменению соотношения активности фермента в исследуемых отделах в ходе эстрального цикла и ведет в свою очередь к изменению соотношения нейропептидов, что, вероятно отражает один из механизмов нарушения функционирования половой системы при стрессе.

Введение физраствора не оказывало влияния на активность КПН через 0,5 часа после воздействия на стадии диэструса и через 18 часов на стадиях диэструса и эструса. Активность КПН в яичниках не зависела от инъекции физраствора. Наиболее существенные изменения после введения физраствора в активности фермента наблюдались в гипофизе и менее существенные в гипоталамусе, стриатуме и надпочечниках, причем во всех этих отделах, за исключением активности фермента в гипофизе через 4 часа после введения изотонического раствора NaCl, активность фермента была ниже, чем у интактных животных. Кроме того, активность КПН при внутрибрюшинном введении физиологического раствора во всех изученных отделах зависела от стадии эстрального цикла. Все это приводит к тому, что после инъекции физраствора соотношение активностей фермента в зависимости от стадии эстрального цикла во всех органах отличается от нормы.

в) Исследование активности карбоксипептидазы Н при внутрибрюшинном введении этанола в тканях самок крыс

На стадии диэструса в гипофизе через 4 часа после введения этанола в дозе 1 г на кг веса наблюдалось снижение активности КПН на 33% по сравнению с контрольной группой животных. В гипоталамусе, надпочечниках и яичниках через тот же промежуток времени активность фермента была выше, чем у контрольной группы животных на 33%, 47% и 112% соответственно. В гипоталамусе через 0,5 часа после инъекции раствора этанола активность КПН была выше на 37% по сравнению с контрольными самками (рис.1). Наши данные согласуются со сведениями об усилении образования и секреции энкефалинов, АКТГ, в-эндорфина при острой алкогольной интоксикации [94, 158, 241], в биосинтезе которых принимает участие КПН [27, 28, 29].

Этанол в дозе 4 г/кг в диэструсе измененял активность фермента в гипофизе: через 0,5 и 18 часов она была выше контрольных значений на 43% и 140% соответственно, а через 4 часа - ниже на 57%. В гипоталамусе через 0,5 и 4 часа после введения этанола активность КПН была выше на 26% и 38% соответственно, а через 18 часов - ниже на 31% по сравнению с контрольной группой животных. Снижение активности фермента, возможно, направлено на нормализацию пептидэргических систем. В яичниках только через 0,5 часа после инъекции этанола в дозе 4г/кг активность фермента была выше таковой по сравнению с контролем в 3,6 раза. Увеличение активности КПН при острой алкогольной интоксикации согласуется с представлением об активации многих пептидэргических систем при острой алкогольной интоксикации [19, 86].

Интересно отметить, что в стриатуме на стадии диэструса этанол не оказывал влияния на активность КПН, что, вероятно, может объясняться особенностями биохимического и физиологического статуса животных на разных стадиях эстрального цикла [17, 45, 247].

Достоверные отличия в активности КПН в стадии диэструса при введении различных доз этанола обнаружены в гипофизе и гипоталамусе через 18 часов, а также в яичниках через 0,5 часа после инъекции. При этом этанол в дозе 1г/кг не вызывал изменений в активности фермента, однако при введении этанола в дозе 4 г/кг активность КПН возрастала в 2 раза в гипофизе, в 2,8 раза в яичниках и уменьшалась в гипоталамусе на 23%.

Таким образом, введение этилового спирта на стадии диэструса вызывает разнонаправленные изменения активности КПН. Кроме того, через 18 часов после инъекции этанола в дозе 1 г/кг активность фермента оставалась на прежнем уровне во всех рассмотренных отделах.

Для более полного понимания характера выявленных изменений активности фермента первичный экспериментальный материал был подвергнут дисперсионному анализу влияния времени после инъекции при введении различных доз этанола (табл.2).

Дисперсионный анализ показал отсутствие влияния времени на активность КПН при введении физиологического раствора и этанола в дозе 1г/кг в диэструсе. Однако при инъекции этанола в дозе 4 г/кг наблюдается достоверная зависимость активности КПН от времени в гипофизе и гипоталамусе. При этом этанол в дозе 4г/кг вызывал в гипофизе U-образное изменение активности фермента, а в гипоталамусе активность фермента плавно снижалась с течением времени.

Таблица 2. Дисперсионный анализ влияние времени на активность карбоксипептидазы Н в диэструсе (значения отношения Фишера F_Ф и баллы экспериментальных (временных) подгрупп).

Примечание. Здесь и в табл.3-4, 6-8, 10-12, 14, 16, 18, 19 показана достоверность критерия Фишера: ^* - p<0,05, ^** - p<0,01, ^*** - p<0,001; прочерк - определение не проводилось.

На стадии проэструса активность КПН при введении этилового спирта (доза 1г на кг массы тела) в гипофизе через все исследованные промежутки времени была ниже контрольных значений: на 45% через 0,5 часа и на 24% через 4 часа. В других отделах этанол в дозе 1г/кг не изменял активность КПН относительно контроля.

В дозе 4г/кг в проэструсе этанол вызывал снижение активности в гипофизе через 0,5 часа и в надпочечниках через 4 часа на 32% и 48% соответственно по сравнению с контрольной группой крыс. В яичниках через

4 часа после инъекции этанола активность фермента составляла 174% по отношению к контрольной группе.

На стадии проэструса достоверное влияние различных доз этанола обнаружено в надпочечниках и яичниках через 4 часа после оказанного воздействия: этанол в дозе 1 г/кг не изменял активность КПН по сравнению с контролем, однако в дозе 4 г/кг в надпочечниках уменьшал, а в яичниках увеличивал активность фермента.

Следует отметить, что в проэструсе введение этанола в дозе 1 г/кг и 4 г/кг не влияло на активность КПН в гипоталамусе и стриатуме через все исследованные промежутки времени.

Согласно результатам дисперсионного анализа активность КПН в проэструсе не зависела от времени. Однако в гипофизе инъекция физраствора или этанола приводила к снижению активности фермента через 0,5 и 4 часа по сравнению с нормой (табл.3).

В стадии эструса этанол в дозе 1 г/кг через 0,5 часа после инъекции увеличивал активность КПН во всех исследованных органах, кроме яичников: в гипофизе на 162%, в гипоталамусе на 39%, в стриатуме на 29% и в надпочечниках на 106% по сравнению с контрольной группой животных. В гипофизе активность КПН повышалась и через другие исследованные промежутки времени: через 4 и 18 часов на 92% и 30% соответственно по отношению к контролю. В то же время в стриатуме через 4 часа после внутрибрюшинного введения этилового спирта в дозе 1 г/кг активность фермента относительно контрольной группы уменьшилась на 19%. В надпочечниках через 18 часов после инъекции этанола в дозе 1 г/кг активность КПН была выше на 44%, чем в контрольной группе животных.

На стадии эструса через 0,5 и 18 часов после введении этанола в дозе 4 г/кг ни в одном органе активность фермента не отличалась от контрольных

Таблица 3. Дисперсионный анализ влияние времени на активность карбоксипептидазы Н в проэструсе (значения отношения Фишера F_Ф и баллы экспериментальных (временных) подгрупп).

величин, кроме яичников, где через 18 часов после воздействия активность КПН уменьшилась в 2,6 раза. В гипоталамусе и стриатуме через 4 часа после воздействия этанола в дозе 4 г/кг активность фермента была ниже на 24% и 52% соответственно по отношению к контрольным самкам.

Статистически значимые отличия во влиянии разных доз этанола на активность КПН на стадии эструса обнаружены в гипофизе через 0,5 часа, в гипофизе, гипоталамусе и стриатуме через 4 часа, а также в надпочечниках и яичниках через 18 часов после внутрибрюшинной инъекции алкоголя. При этом этанол в дозе 1 г/кг повышал активность КПН в гипофизе и надпочечниках, но не влиял на активность в дозе 4 г/кг по сравнению с контролем. В гипоталамусе и яичниках меньшая доза алкоголя не вызывала изменений, а большая приводила к снижению активности КПН. В стриатуме при введении этанола в дозе 4 г/кг активность фермента была ниже, чем при введении этанола в дозе 1 г/кг по сравнению с контрольной группой животных. Различия во влиянии двух доз этанола, возможно, связаны со спецификой действия больших и малых доз этанола [19].

Активность КПН в эструсе зависела от времени при введении физиологического раствора в гипофизе и гипоталамусе, а при введении этанола в дозе 1г/кг - в гипоталамусе и надпочечниках и при инъекции этанола в дозе 4 г/кг, как и в случае с физраствором - в гипофизе и гипоталамусе (табл.4).

При этом в контрольной группе животных активность фермента в гипофизе через 0,5 и 4 часа была выше по сравнению с нормой, а через 18 часов возвращалась к исходному уровню. В то же время при введении этанола в дозе 1 г/кг зависимость от времени после инъекции не наблюдалась и активность КПН достоверно не отличалась от нормы. При введении этанола в дозе 4 г/кг активность фермента имела тенденцию к снижению к 4 часам, к 18 часам наблюдалось повышение активности фермента.

В гипоталамусе на стадии эструса введение физиологического раствора приводило к постепенному увеличению активности КПН при переходе от 0,5 часа к 18 часам, при введении этанола в дозе 4 г/кг через 0,5 часа наблюдалось повышение активности фермента, к 4 часам активность понижалась и возвращалась к уровню, характерному для интактных крыс через 18 часов, сходная тенденция наблюдалась и при введении этанола в дозе 1 г/кг.

В надпочечниках влияние времени на активность КПН наблюдается только при введении этанола в дозе 1 г/кг.

Таблица 4. Дисперсионный анализ влияние времени на активность карбоксипептидазы Н в эструсе (значения отношения Фишера F_Ф и баллы экспериментальных (временных) подгрупп).

При сравнении активности КПН на различных стадиях эстрального цикла при внутрибрюшинном введении этанола было обнаружено, что активность фермента в гипофизе через 0,5 часа и гипоталамусе через 4 часа после инъекции этанола в дозе 1г/кг достоверно выше в эструсе, по сравнению с диэструсом и проэструсом, кроме того, в диэструсе она выше, чем в проэструсе. В гипоталамусе через 0,5 часа и гипофизе через 4 часа активность фермента на стадии эструса и диэструса достоверно выше, чем в проэструсе, а в надпочечниках через 0,5 часа после инъекции этанола в дозе 1 г/кг выше в эструсе по отношению к проэструсу. В стриатуме и яичниках активность фермента при введении этанола в дозе 1 г/кг не изменялась в зависимости от стадии эстрального цикла. В гипофизе и гипоталамусе через 18 часов после введении этанола в количестве 1 г/кг активность КПН была выше в эструсе, чем в диэструсе.

Через 0,5 часа после инъекции этанола в дозе 4 г/кг активность в гипофизе и яичниках на стадии диэструса была достоверно выше, чем в эструсе и проэструсе, но не отличалась достоверно между последними двумя стадиями, а через 4 часа в этих отделах высокая активность КПН была на стадиии проэструса и низкая в эструсе и диэструсе. При внутрибрюшинном введении этанола в дозе 4 г/кг в надпочечниках активность КПН в диэструсе и эструсе была выше, чем в проэструсе. В гипоталамусе через 18 часов после воздействия этанола в дозе 4 г/кг активнсть КПН в эструсе была достоверно больше по сравнению с диэструсом.

Таким образом, острая алкогольная интоксикация приводит к существеннному изменению активности КПН в тканях самок, причем в большинстве случаев активность фермента увеличивалась, что согласуется с данными, полученными другими исследователями на самцах [14, 25, 26]. Наиболее существенные изменения претерпевала активность фермента в гипофизе и яичниках. В ряде случаев активность КПН зависела от дозы вводимого этанола, причем инъекции этанола в дозе 1 г/кг и 4 г/кг могут оказывать как сходное, так и разнонаправленное влияние на активность фермента в исследуемых отделах. Зависимость активности КПН от времени обнаруживается в гипофизе на всех стадиях эстрального цикла, в гипоталамусе на стадии диэструса и эструса, а на последней стадии и в надпочечниках, но только при введении физраствора. При инъекциях этанола наблюдалась зависимость активности КПН от стадии эстрального цикла во всех исследованных отделах, причем, как правило, активность фермента на стадии диэструса и эструса выше, чем в проэструсе. Таким образом, внутрибрюшинное введение этанола приводит к изменению активности КПН на разных стадиях эстрального цикла по сравнению с интактной и контрольной группами животных, что, возможно, является одним из патогенетических факторов алкоголизма и, вероятно, может приводить к нарушению нормального созревания фолликулов яичника, к неадекватному протеканию фаз полового цикла, ановуляции [2, 73].

3.1.2. Изучение активности ФМСФ-ингибируемой карбоксипептидазы в тканях самок крыс на разных стадиях эстрального цикла

а) Распределение активности ФМСФ-ингибируемой карбоксипептидазы в тканях интактных самок крыс

В ходе проведения эксперимента достоверное изменение активности ФМСФ-КП обнаружено только в яичниках. В этом органе активность фермента на стадии проэструса и эструса была в 1,7 и 1,9 раза соответственно выше по сравнению с диэструсом (табл.5).

Наличие зависимости активности ФМСФ-КП от стадии эстрального цикла в яичниках позволяет предположить, что, вероятно, она, наряду с КПН, может вовлекаться в циклические изменения уровня биологически активных пептидов в этом органе, а также в процессы развития фолликула и желтого тела.

Таблица 5. Активность ФМСФ-КП на разных стадиях эстрального цикла в норме (нмоль продукта, образовавшегося за 1 мин инкубации на 1 мг белка, Mm, n=68).

б) Активность ФМСФ-КП при внутрибрюшинном введении физиологического раствора в тканях самок

На стадии диэструса в гипофизе через 4 после введения физраствора активность ФМСФ-КП уменьшалась на 46% по сравнению с интактными животными. В стриатуме через 0,5 часа после воздействия активность фермента была выше на 31%, чем в норме. В надпочечниках через 0,5 и 18 часов после введения физиологического раствора наблюдалось повышение активности фермента на 70% и 50% соответственно. В яичниках через все исследуемые интервалы времени активность ФМСФ-КП была увеличена: через 0,5 часа в 2,9 раза, через 4 часа в 4,1 раза, через 18 часов в 8,5 раз по сравнению с интактными самками. В гипоталамусе отличий от нормы после введения физраствора не обнаружено (рис. 2).

На стадии проэструса в гипофизе, гипоталамусе и надпочечниках инъекция изотонического раствора NaCl не изменяла активность ФМСФ-КП. В стриатуме через 0,5 и 4 часа отмечено снижение активности ФМСФ-КП на 24% и 28% соответственно, а в яичниках увеличение активности фермента через те же промежутки времени в 4,2 и 3 раза соответственно по отношению к интактным крысам.

На стадии эструса в гипофизе активность ФМСФ-КП после введения физиологического раствора уменьшалась через 0,5 и 18 часов на 32% и 45% соответственно по сравнению с нормой. В гипоталамусе и стриатуме снижение активности происходило только через 18 часов после инъекции физраствора на 25% и 33% соответственно. В яичниках через 0,5 часа после введения физиологического раствора активность ФМСФ-КП не отличалась от нормы, через 4 часа была выше на 339%, а через 18 часов ниже на 35% по сравнению с нормой. В надпочечниках введение физиологического раствора не влияло на активность ФМСФ-КП.

Сравнение активности ФМСФ-КП на разных стадиях эстрального цикла при введении физиологического раствора выявило, что в гипофизе через 4 часа после инъекции активность фермента на стадии эструса достоверно выше, чем в диэструсе, через 18 часов после воздействия соотношение активностей ФМСФ-КП на этих стадиях меняется на противоположное.

В гипоталамусе и надпочечниках через 0,5 часа после внутрибрюшинного введения физиологического раствора активность в фермента в эструсе и проэструсе ниже, чем в диэструсе; через 4 часа наблюдается более высокая активность в эструсе по сравнению с проэструсом, а через 18 часов на стадии эструса она ниже, чем в диэструсе.

В стриатуме через 0,5 часа в эструсе и диэструсе активность ФМСФ-КП была более высокой, чем в проэструсе. Через 4 часа после внутрибрюшинной инъекции активность фермента уменьшалась в ряду: эструс-диэструс-проэструс. В надпочечниках через 4 часа после введения изотонического раствора NaCl активность ФМСФ-КП в эструсе была выше по сравнению с диэструсом и проэструсом. В яичниках через 0,5 после инъекции физраствора наиболее высокая активность фермента наблюдалась в проэструсе, самая низкая - в эструсе и была промежуточной по своему значению в диэструсе, через 4 часа в эструсе фермент был более активен, чем в проэструсе, где в свою очередь активность фермента была выше, чем в диэструсе. Через 18 часов после внутрибрюшинного введения физиологического раствора в яичниках активность ФМСФ-КП в эструсе была ниже по сравнению с диэструсом.

Таким образом, инъекция физраствора вызывает изменение активности ФМСФ-КП во всех исследуемых отделах и приводит к появлению зависимости активности фермента от стадии эстрального цикла в гипофизе, гипоталамусе, стриатуме, надпочечниках, чего не наблюдалось у интактных крыс, что, по-видимомому, приводит к изменению соотношения различных нейропептидов на разных стадиях эстрального цикла и приводит к нарушению овуляции и другим аномалиям в функционировании половой системы [2, 73].

в) Исследование активности ФМСФ-ингибируемой карбоксипептидазы при внутрибрюшинном введении этанола в тканях самок крыс

В диэструсе при введении этанола в дозе 1 г/кг активность фермента возрастала в гипофизе и яичниках через 0,5 часа на 55% и 252%, через 4 часа на 116% и 89% соответственно, но не отличалась от контроля через 18 часов. В других исследованных органах активность ФМСФ-КП возрастала только через 4 часа после инъекции этилового спирта в дозе 1г/кг: в гипоталамусе на 36%, в стриатуме на 26% и в надпочечниках на 55% по сравнению с контрольной группой животных (рис.2).

На стадии диэструса при введении этанола в дозе 4 г/кг через 4 часа активность ФМСФ-КП была выше, чем в контроле в гипофизе на 128%, в гипоталамусе на 46%. Через 18 часов после введения этанола в дозе 4 г/кг активность фермента снижалась в гипофизе на 50%, в гипоталамусе на 38% по отношению к контрольным самкам. В яичниках наблюдается постепенное снижение активности ФМСФ-КП во времени: через 0,5 часа активность фермента выше контрольных значений в 4,4 раза, через 4 часа в 1,5 раза, а через 18 часов ниже контроля в 9,5 раз.

Стоит отметить, что введение этанола в дозе 4 г/кг в диэструсе не приводило к изменению активности ФМСФ-КП в стриатуме и надпочечниках через все исследованные промежутки времени.

Таким образом, на стадии диэструса наиболее существенные изменения в активности фермента наблюдались в яичниках.

Достоверные различия во влиянии разных доз спирта на активность ФМСФ-КП обнаружены в гипофизе через 0,5 часа, в стриатуме через 0,5 и 4 часа, в гипоталамусе и яичниках через 18 часов после инъекции. При этом этанол в дозе 1 г/кг в гипофизе и стриатуме через 4 часа активировал ФМСФ-КП, но не изменял активность фермента при введении этанола в дозе 4 г/кг по сравнению с контрольными животными. В стриатуме большая доза этанола через 0,5 часа после воздействия сильнее активировала фермент, чем меньшая. В гипоталамусе при внутрибрюшинном введении этанола в дозе 1 г/кг не было обнаружено изменения активности, однако при увеличении дозировки этилового спирта наблюдалось уменьшение активности ФМСФ-КП по отношению к контрольным самкам. После введения этанола в дозе 1 г/кг активность ФМСФ-КП в яичниках не отличалась от контроля, но была в 7,8 раза выше по сравнению с активностью фермента при введении этанола в дозе 4 г/кг.

Таким образом, на стадии диэструса этанол в дозе 1 г/кг повышал или не оказывал влияния на активность фермента, а в дозе 4г/кг оказывал разнонаправленное воздействие.

Результаты дисперсионного анализа влияния времени на активность ФМСФ-КП в диэструсе выявили, что активность зависела от времени при введении физиологического раствора и этанола в дозе 4г/кг в гипофизе и гипоталамусе (табл.6). В стриатуме влияния времени на активность фермента не обнаружено. В надпочечниках зависимость от времени после введения растворов этилового спирта и хлорида натрия оказалась сходной: при введении физраствора активность увеличивалась к 0,5 часа, несколько снижалась к 4 часам и в интервале 4 -18 часов достоверно не изменялась, в случае введения этанола снижение наблюдалось при переходе к 18 часам. В яичниках введение физраствора вызывало постепенное увеличение активности ФМСФ-КП; через 0,5 часа после инъекции этанола в дозе 1 г/кг активность фермента увеличичалась и оставалась на этом уровне вплоть до 18 часов. Введение этанола в дозе 4 г/кг приводило к тому, что активность фермента в яичниках резко увеличивалась через 0,5 часа, а затем постепенно снижалась, достигая к 18 часам исходного уровня.