Фикобилипротеины водорастворимы, в клетках водорослей они локализованы в фшобилисомах -- гранулах, расположенных на наружной поверхности фотосинтетических ламелл.

Значение фикобилинов. Максимумы поглощения света у фикобилинов находятся между двумя максимумами поглощения у хлорофилла: в оранжевой, желтой и зеленой частях спектра (см. рис. 4.3). Значение такого распределения максимумов поглощения становится понятным, если вспомнить оптические свойства воды, которая поглощает прежде всего длинноволновые лучи. На глубине 34 м в морях и океанах полностью исчезают красные лучи, на глубине 177 м -- желтые, на глубине 322 м -- зеленые и, наконец, на глубину свыше 500 м не проникают даже синие и фиолетовые лучи. В связи с таким изменением качественного состава света в верхних слоях морей и океанов обитают преимущественно зеленые водоросли, глубже -- сине-зеленые и еще глубже -- водоросли с красной окраской. В. Т. Энгельман назвал это явление хроматической комплементарной адаптацией водорослей. По его наблюдениям (1881 -- 1884), наиболее интенсивная ассимиляция С0₂ у водорослей с различной окраской соответствует максимумам поглощения света пигментными системами этих водорослей. Русский исследователь Н. М. Гайдуков (1903) экспериментально показал, что если культуру синезеленой водоросли Oscillaria sancta выращивать на свету разного спектрального состава, то у нее развивается дополнительная (комплементарная) окраска. При освещении зеленым светом водоросли становятся оранжево-красными, а при дейтвии красных лучей -- зелеными. В настоящее время известно, что эти изменения цвета клеток связаны с изменениями в синтезе фикобилинов, принимающих участие в процессе фотосинтеза. Таким образом, у водорослей фикобилины -- дополнительные пигменты, выполняющие вместо хлорофилла b функции светособирающего комплекса. Около 90% энергии света, поглощенного фикобилинами, передается на хлорофиллы а. Явление хроматической комплементарной адаптации обнаружено далеко не у всех видов синезеленых и красных водорослей. У многих из них адаптация к изменяющемуся спектральному составу света обеспечивается изменением количества и состава хлорофиллов а.

5.Световая фаза фотосинтеза

5.1.Фотофизический этап. Электронно-возбужденное состояние пигментов. Представление о фотосинтетической единице. Антенные комплексы. Реакционные центры. Преобразование энергии в реакционном центре

На световой фазе фотосинтеза происходит поглощение света молекулами хлорофилла а с участием дополнительных пигментов (хлорофилла b, каротиноидов, фикобилинов) и трансформация энергии света в химическую энергию АТР и восстановленного NADPH. Все эти процессы осуществляются в фотохимически активных мембранах хлоропластов и представляют собой сложную систему фотофизических, фотохимических и химических реакций, природа которых в настоящее время в значительной степени расшифрована.

В состав ламелл хлоропластов входят пять многокомпонентных белковых комплексов: светособирающий комплекс, фотосистемы I и II, цитохромный комплекс, включающий цитохромы b₆ и f₅ и АТРазный комплекс, участвующий в синтезе АТР. Все они функционируют, взаимодействуя друг с другом.

Две фотосистемы. Впервые идею о существовании в хлоропластах двух фотосистем высказал Р. Эмерсон (1957), изучая) влияние света на квантовый выход фотосинтеза у хлореллыД Под квантовым выходом фотосинтеза понимается количество выделившегося 0₂ или связанного С0₂ на 1 квант поглощенной энергии. Было показано, что квантовый выход высок при освещений. хлореллы красными лучами с длиной волны 660-680 нм. Использование красного света с большей длиной волны приводило к снижению квантового выхода, а при 700 нм фотосинтез почти прекращался, хотя эта часть спектра еще поглощается хлорофиллом. Однако если хлореллу одновременно освещали коротковолновым (650 нм) и длинноволновым (700 нм) красным светом, то суммарный эффект (Y) был выше, чем при действии каждого красного света в отдельности.

Это явление получило название эффекта усиления Эмерсона. Отсюда возникло предположение, что в хлоропластах взаимодействуют две пигментные системы.

Предположение Эмерсона о двух пигментных системах подтвердилось в последующих работах, в которых из мембран хлоропластов с помощью детергентов (поверхностно-активных веществ, диссоциирующих гидрофобные связи) дифференциального центрифугирования в градиенте плотности сахарозы и других приемов удалось выделить и изучить белковые комплексы фотосистемы I (ФС I) и фотосистемы II (ФС II).

В состав ФС I в качестве реакционного центра входит димер пигмента П₇₀₀ (хлорофилл а с максимумом поглощения 700 нм), а также хлорофиллы а_675-695, играющие роль антенного компонента фотосистемы I. Первичным акцептором электронов в этой системе является мономерная форма хлорофилла а₆₉₅ (А_х), вторичными акцепторами -- А₂ и А_в (железосерные белки -- FeS). Комплекс ФС I под действием света восстанавливает водорастворимый FeS-белок ферредоксин (Фд) и окисляет медьсодержащий водорастворимый белок пластоцианин (Пц).

Белковый комплекс ФС II включает в себя реакционный центр содержащий хлорофилл а П₆₈₀, а также антенные пигменты -- хлорофиллы a_670-673. Первичным акцептором электронов в этой фотосистеме выступает феофетин а (Фф), передающий электроны на первичный пластохинон, ассоциированный с FeS (Q_A) и дальше на вторичный пластохинон (Qb) В состав ФС II входят также белковый комплекс S-системы, окисляющий воду, и переносчик электронов Z, связанный с системой S и служащий донором е для П₆₈₀. Этот комплекс функционирует с участием марганца, хлора и кальция. В ФС II локализован цитохром Ь₅₅₉. ФС II восстанавливает пластохинон (PQ) и окисляет воду с выделением 0₂ и протонов.

Связующим звеном между ФС II и ФС I служат пул (фонд) пластохинонов, белковый цитохромный комплекс Ь₆ -- f₅ и пластоцианин.

В ходе эволюции ФС I возникла раньше. Она функционирует у ныне существующих фотосинтезирующих бактерий, фотосинтез которых осуществляется без разложения воды и выделения 0₂ (фоторедукция). В этом случае функцию доноров электронов для световой фазы фотосинтеза выполняют легко окисляемые соединения, такие, как H₂S, Н₂, СН₄ и др.

Антенные комплексы и миграция энергии в пигментных системах. Эмерсон и Арнольд показали, что в хлоропластах растений на каждый реакционный центр приходится от 200 до 400 молекул хлорофилла, функции которых связаны с поглощением света и передачей энергии возбужденного состояния на реакционные центры. Молекулы хлорофилла а и дополнительные пигменты -- хлорофилл Ь, каротиноиды, фикобилины -- входят в состав антенных, или светособирающих, комплексов (ССК). Из ламелл хлоропластов выделены светособирающий белковый комплекс с хлорофиллами а и b (CCK_a-_b), тесно связанный с ФС II, и антенные комплексы, непосредственно входящие в фотосистемы I и II (фокусирующие антенные компоненты фотосистем).

В ССК_a-Ь присутствуют хлорофилл а в двух или трех формах с максимумами поглощения между 660 и 675 нм, хлорофилл b с максимумом поглощения 650 нм и каротиноиды. В каждом ССК_a-b содержится от 120 до 240 молекул хлорофиллов, причем отношение хлорофилла а к хлорофиллу b составляет 1,2--1,4. Половина белка тилакоидов и около 60% общего количества хлорофилла локализовано в ССК. У сине-зеленых и красных водорослей, у которых хлорофилл b отсутствует, роль ССК выполняют фикобилисомы, в состав которых входят фикобилины.

Антенный белковый комплекс ФС II содержит 40 молекул хлорофиллов а с максимумами поглощения 670 -- 683 нм на один П₆₈₀ и в-каротин.

Антенный белковый комплекс ФС I состоит из хромопротеинов, содержащих 110 молекул хлорофиллов а с максимумами поглощения 680 -- 695 нм на один П₇₀₀, из них 60 молекул -- компоненты антенного комплекса самой фотосистемы, а 50 входят в состав комплекса, который можно рассматривать как ССК ФС I. Антенный комплекс ФС I также содержит в-каротин.

Хромопротеины антенных комплексов не обладают фотохимической и энзиматической активностью. Если бы каждая молекула хлорофилла преобразовывала поглощенную ею энергию кванта света в фотохимическую реакцию, то такая система была бы крайне нерентабельна. Продолжительность синглетного возбужденного состояния исчисляется 10^-12 -- Ю^-9 с, и даже на прямом солнечном свету 1 квант света поглощается молекулой хлорофилла не чаще одного раза за 0,1 с. Большую часть времени молекула хлорофилла «простаивает». Поэтому роль пигментов антенных комплексов состоит в том, чтобы собирать и передавать энергию квантов на небольшое количество молекул реакционных центров П₆₈₀ и П₇₀₀, которые и осуществляют фотохимические реакции. Аналогично отдельные капли дождя ударяют в крышу и, сливаясь, создают постоянный ток воды в водостоке.

Передача (миграция) энергии по пигментам антенных комплексов происходит по принципу индуктивного резонанса (без флуоресценции и переноса заряда). Природа индуктивного резонанса сострил в следующем. Каждая молекула хлорофилла, поглотившая квант света и перешедшая в синглетное возбужденное состояние, является молекулярным осциллятором. Возникающее вокруг возбужденной молекулы переменное электрическое поле с определенной частотой колебаний индуцирует осцилляцию диполя (электрон -- ядро) соседней молекулы. При этом молекула-донор переходит в основное состояние, а молекула-акцептор -- в возбужденное. Механической моделью такой резонансной передачи энергии может быть система из двух маятников, связанных слабой пружинкой. Раскачивание одного из маятников вызывает колебания другого и затухание колебаний первого.

Условиями для резонансного переноса энергии электронного возбуждения служат малые расстояния между молекулами, не превышающие 10 нм, и перекрытие частот колебаний у двух взаимодействующих молекул, о чем можно судить по степени наложения спектра флуоресценции возбужденной донорной молекулы и спектра поглощения молекулы-акцептора.

Флуоресценция каждой молекулы-донора имеет более длинноволновый максимум по сравнению с максимумом ее поглощения (в соответствии с правило Стокса) и в большей или меньшей степени перекрывает зону поглощения акцепторной молекулы. Миграция энергии осуществляется от коротковолновых пигментов в сторону все более длинноволновых, т. с. пигментов с более низким уровнем синглетного возбужденного состояния.

В антенных комплексах перенос энергии осуществляется в ряду: каротин (400-550 нм)--> хлорофилл b (650 нм)-->хлорофиллы a (660-675 нм)---> П₆₈₀ (ФС II). Скорость резонансного переноса энергии от молекулы к молекуле 10^-10 -- 10^-9 с, причем эффективность переноса между молекулами хлорофилла достигает 100, а между молекулами каротина и хлорофилла -- лишь 40%. У синезеленых и красных водорослей резонансная передача энергии происходит в следующем порядке: фикоэритрин (570 нм)--> фикоцианин

(630 нм)--> аллофикоцианин (650 и 670 нм)--> хлорофилл а

(670 -- 680 нм). О возможности такого рода передачи свидетельствует перекрытие полос флуоресценции и поглощения пигментов в этих рядах; например, антенный хлорофилл а₆₈₀ имеет максимум флуоресценции, близкий к 700 нм, т. е. в том участке спектра, который в максимальной степени поглощается П₇₀₀.

Реакционные центры. Белки, содержащие длинноволновые формы хлорофиллов (П₆₈₀ в ФС II и П₇₀₀ в ФС I) в количестве одна молекула на 200 -- 400 молекул других хлорофиллов и способные к первичному фотохимическому разделению зарядов, называют реакционными центрами.

Первичное разделение зарядов в реакционных центрах происходит между молекулами хлорофилловой природы и связано с транспортом электронов. Функцию первичного донора электронов выполняет молекула хлорофилла, находящаяся в синглетном возбужденном состоянии. В реакционном центре ФС II, перешнуровывающем мембрану, первичным донором электронов служит П₆₈₀, а первичным акцептором -- феофетин. В реакционном центре ФС I первичный донор электронов-- П₇₀₀, а акцептор -- мономерная форма хлорофилла а₆₉₅ (А₁).

Последовательный ход событий в реакционном центре ФС II можно представить в виде следующей схемы:

Порядок реакций в этих процессах определяется продолжительностью того или иного состояния молекул. Молекулы находятся в синглетном возбужденном состоянии 10^-10 -- 10^-9 с. Первичные акцепторы (Фф или А₁) получают электроны от своих доноров (П₆₈₀ или П₇₀₀ соответственно) за время около 10^-12 с. Время обратных рекомбинаций от Фф^- на П₆₈₀⁺ и от A₁^- на П₇₀₀⁺ во много раз больше (10^-6 с). То же самое относится к последующим парам взаимодействующих молекул. Поэтому весь ход реакций резко сдвинут вправо. Z, Пц и Q_A, А₂ -- вторичные доноры и акцепторы. Их соответственно окисленное и восстановленное состояние более стабильно, чем состояние окисленных и восстановленных компонентов в реакционных центрах. Таким образом, в реакционных центрах энергия возбужденного состояния хлорофилла преобразуется в энергию разделенных зарядов, т. е. превращается в химическую энергию (см. рис. 5.4).

5.2 Фотохимический этап. Электронно-транспортная цепь фотосинтеза. Представления о функционировании двух фотосистем. Фотофосфорилирование. Системы фотоокисления воды и выделения кислорода при фотосинтезе. Фотофосфорилирование. Связь фотосинтетической ассимиляции С0₂ с фотохимическими реакциями

Нециклический и циклический транспорт электронов. Для восстановления одной молекулы NADP⁺ в процессе фотосинтеза необходимы два электрона и два протона, причем донором электронов является вода. Фотоиндуцированное окисление воды осуществляет ФС II, восстановление NADP⁺ -- фотосистема I. Следовательно, эти две фотосистемы должны функционировать во взаимодействии.

Исходя из данных о квантовом выходе фотосинтеза (необходимы 8 квантов света для выделения одной молекулы 0₂) из состава компонентов, входящих в ФС I и ФС II, и величин их окислительно-восстановительного потенциала была разработана схема последовательности реакций в световой фазе фотосинтеза.

Из-за сходства с буквой Z эта схема, получила название Z-схемы. Впервые принцип Z-схемы был предложен Р. Хиллом и Ф. Бендаллом (1960) и экспериментально подтвержден работами Л. Дюйзенса (1961). В настоящее время Z-схема, или схема нециклического транспорта электронов при фотосинтезе является общепризнанной и непрерывно пополняется новыми деталями.

В ФС II димер П₆₈₀, поглотив энергию, эквивалентную 2 квантам коротковолнового красного света, и перейдя в синглетное возбужденное состояние, отдает 2 электрона феофетину (Фф). От Фф электроны, теряя энергию, последовательно передаются на пластохиноны ФС 11 - Q_A и Q_B, на пул липидорастворимых молекул пластохинона (PQ), переносящих через липидную фазу мембраны электроны и протоны, на железосерный белок FeS_K и цитохром цитохромного комплекса b₆ -- f, восстанавливая Cu-содержащий белок пластоцианин (Пц).

Вакантные места («дырки») в Пб₈₀ заполняются двумя электронами из содержащего Мп переносчика электронов Z, который в свою очередь восстанавливается с участием системы S. Окисленный белковый комплекс S связывает воду и восстанавливается за счет электронов воды. Для осуществления этой реакции в белковом комплексе S необходимы Мп и С1^-, а также Са^{2 +} .

Однако описанная цепь реакций резко замедляется, если не возбуждена ФС I, так как в этом случае весь Пц переходит в восстановленное состояние. При возбуждении П₇₀₀ в реакционном центре ФС I энергией, эквивалентной 2 квантам длинноволнового красного света, 2 электрона захватываются мономерной формой хлорофилла a (A₁) и затем последовательно передаются переносчикам электронов А₂ и А_в (железосерные белки FeS), ферредоксину (водорастворимый FeS-белок) и ферредоксин: NADP-оксидоредуктазе с FAD в качестве кофактора. Наконец, редуктаза восстанавливает NADP ⁺ .

На вакантные места в П₇₀₀⁺ переходят электроны с Пц, и нециклическая цепь переноса электронов таким образом замыкается. Z-схема убедительно объясняет «эффект усиления Эмерсона», так как только при совместном использовании коротковолновых (ФС II) и длинноволновых (ФС I) лучей красного света интенсивность фотосинтеза будет оптимальной.

Энергия, освобождающаяся при движении электронов от П₆₈₀ (Е'₀ = --0,8 В) до П₇₀₀ (Е'о = +0,4 В), используется для синтеза АТР из ADP и неорганического фосфата (фото-фосфорилирование).

Наряду с нециклическим в мембранах хлоропластов функционирует циклический транспорт электронов, включающий в себя только ФС I и комплекс цитохромов Ь₆ -- f. В этом случае возбужденные молекулы П₇₀₀ последовательно отдают электроны на А₁, А₂, А_B, Фд, PQ, цитохром b₆, FeS_R, цитохром f, Пц и, наконец, П₇₀₀. При этом NADP⁺ не восстанавливается. Освобождающаяся энергия используется для фосфорилирования ADP.

Интересно отметить, что комплекс цитохромов Ь₆ -- f функционирует в системе транспорта электронов при фотосинтезе аналогично комплексу III (цит. Ь, C₁) в митохондриях.

Разница в уровнях энергии между П₆₈₀ и П₇₀₀ (> 50 кДж) вполне достаточна для фосфорилирования ADP, так как величина высокоэнергетической фосфатной связи АТР равна 30,6 кДж/моль (7,3 ккал). Перепады энергии в ФС I еще значительнее. Однако само по себе освобождение энергии при нециклическом и циклическом транспорте электронов не объясняет, каким образом осуществляется фотофосфорилирование.

Механизм фосфорилирования ADP, сопряженного с деятельностью ЭТЦ , объясняет хемиосмотическая теория, разработанная английским биохимиком П. Митчеллом (1961 -- 1966). Для объяснения процессов фотофосфорилирования эта теория была впервые использована А. Ягендорфом (1967).

Сущность хемиосмотической теории состоит в следующем. Цепь переносчиков электронов и прогонов, действующая в соответствии с окислительно-восстановительным градиентом, перешнуровывает мембрану таким образом, что трансмембранный перенос е^- и Н⁺ в одну сторону чередуется с переносом в обратную сторону только е^-. В результате функционирования такого механизма (Н ⁺ -помпы) по одну сторону мембраны накапливается избыток Н⁺ и возникает электрохимический (т. е. электрический и концентрационный) потенциал ионов Н⁺, который служит формой запасания энергии. Обратный пассивный ток ионов Н⁺ через протонный канал Н⁺-АТРазы, получивший название сопрягающего фактор CF₁, сопровождается образованием высокоэнергетической фосфатной связи АТР.

На рис. 6.1 представлена упрощенная схема расположения переносчиков в мембране тилакоидов, объясняющая механизм фотофосфорилирования. На внутренней стороне мембраны тилакоида под действием света возбуждаются П₆₈₀ и П₇₀₀. Электроны от П₆₈₀ захватываются акцепторами е^- на наружной стороне и передаются на окисленную форму пластохинона (PQ) -- липидорастворимого переносчика прогонов и электронов, выполняющего функцию челнока. Принимая два электрона, 2PQ диффундируют к цитохромному комплексу и захватывают из стромы 2Н ⁺ . Электроны с 2PQH₂ поступают в цепь: F.eS_R -> цит. f -> Пц,-> П₇₀₀, а ионы Н ⁺ попадают в полость тилакоида. Вторая пара ионов Н⁺ освобождается там же при фотоокислении воды. В ФС I электроны П₇₀₀ захватываются акцептором А, передаются ферредоксину и затем NADP⁺ на наружной стороне мембраны, причем 1Н⁺ используется на восстановление NADP.

Таким образом, из среды, окружающей тилакоид, при поглощении пигментами квантов света исчезают, а во внутренней полости тилакоида появляются протоны. В результате на мембране возникает электрохимический потенциал ионов Н ⁺ , который затем используется для фосфорилирования ADP. Этот процесс называется нециклическим фотофосфорилированием.

При циклическом фотофосфорилировании, когда функционирует только ФС I, электроны от Фд поступают на цитохромный комплекс с использованием пула PQ, который действует как переносчик электронов и протонов. Затем электроны через цитохром f и Пц возвращаются на основной энергетический уровень в П₇₀₀, а протоны поступают в полость тилакоида. Возникновение u_н+ обеспечивает затем синтез фосфатной связи АТР в CF₁.

Белковые комплексы, участвующие в фотохимических реакциях фотосинтеза, в мембранах хлоропластов распределены неравномерно. Наибольшие различия наблюдаются между теми мембранами, которые плотно состыкованы друг с другом в гранах и теми участками мембран, которые контактируют со стромой (закругленные участки тилакоидов гран и мембраны тилакоидов стромы).

Светособирающий комплекс и пигмент-белковый комплекс ФС II находятся в основном в мембранах, плотно контактирующих друг с другом, причем ССК играет особую роль. В адгезии тилакоидных мембран.

Показано, что у мутанта хламидомонады, лишенного белка, с которым связан хлорофилл Ь, граны не образуются. ФС I со своим светособирающим комплексом преимущественно, а АТРазный комплекс (CF₁ + CF₀), как правило, находятся на несостыкованных участках мембран. Комплекс цитохромов b₆ -- f равномерно распределен как в состыкованных, так и в не состыкованных мембранах. Такое распределение белковых комплексов, участвующих в световой фазе фотосинтеза, ставит вопрос о способе их взаимодействия. Показано, что это взаимодействие осуществляется с помощью легкоподвижного липофильного пластохинона PQ в липидной фазе и благодаря перемещению водорастворимого пластоцианина вдоль внутренних поверхностей ламелл и водорастворимого ферредоксина вдоль их наружных поверхностей.

К латеральным перемещениям вдоль мембраны способны и сами белковые комплексы. На это передвижение влияет величина их электрического заряда. Например, восстановление пластохинона PQ фотосистемой II приводит к активации киназы и фосфорилированию ССК_а-_ь. Фосфорилирование ССК увеличивает его отрицательный заряд, что способствует перемещению ССК в стромальную область мембраны и возрастанию миграции поглощенной энергии света к ФС I. Возросшая фотохимическая активность ФС I усиливает окисление PQ, что, в свою очередь, приводит к инактивации киназы, фосфатаза же дефосфорилирует ССК. Таким образом, обратимое фосфорилирование ССК представляет собой петлю обратной связи в системе взаимной регуляции активности ФС I и ФС II. Механизм такой регуляции включает латеральный транспорт белковых комплексов в мембранах хлоропластов.

6.Метаболизм углерода при фотосинтезе (темновая фаза)

В результате фотохимических реакций в хлоропластах создается необходимый уровень АТР и NADPH. Эти конечные продукты световой фазы фотосинтеза стоят на входе в темновую фазу, где С0₂ восстанавливается до углевода:

Однако сами по себе АТР и NADPH не в состоянии восстановить С0₂. Очевидно, и темновая фаза фотосинтеза -- сложный процесс, включающий большое количество реакций. Кроме того, существуют различные пути восстановления С0₂. В настоящее время известны так называемые С₃-путь и С₄-путь фиксации С0₂, фотосинтез по типу толстянковых (САМ-метаболизм) и фотодыхание. Рассмотрим каждый из этих путей в отдельности.

6.1 Химизм реакции цикла Кальвина

Этот способ ассимиляции С0₂, присущий всем растениям, в 1946--1956 гг. был расшифрован американским биохимиком М. Кальвином и его сотрудниками. Прежде всего, была поставлена задача обнаружить первичный продукт фотосинтеза и выяснить, какое соединение служит акцептором С0₂.

Для решения первого вопроса были использованы одноклеточные зеленые водоросли (хлорелла и др.) и меченый ¹⁴С0₂. Фотосинтезирующие водоросли помещали в среду, содержащую ¹⁴С0₂, на разные промежутки времени, затем клетки быстро фиксировали, экстрагировали из них спирторастворимые вещества и определяли содержание ¹⁴С в различных соединениях после их разделения с помощью хроматографии.

Оказалось, что после экспозиции в течение 1 мин ¹⁴С включался в С₃ --С₇-сахара и фосфосахара, в органические кислоты (яблочную, щавелевоуксусную, ФЕП), в аминокислоты (аланин, аспарагиновую кислоту). Если же время экспозиции было сокращено до 0,1--2 с, то большая часть метки обнаруживалась в фосфоглицериновой кислоте, в ее карбоксильной группе:

Следовательно, 3-фосфоглицериновая кислота (ФГК) является первичным продуктом фотосинтеза.

Второй вопрос -- природа первичного акцептора С0₂. Сначала предположили, что таким акцептором является какое-либо двухуглеродное соединение. Однако введение в инкубационную среду винилфосфата, фосфогликольальдегида и других веществ с С₂ не приводило к увеличению содержания радиоактивной метки из С0₂ в ФГК. Тогда схему опыта видоизменили следующим образом. Водоросли экспонировали на свету при высокой (1 %-ной) концентрации С0₂, затем резко снижали его концентрацию до 0,003%. Расчет был на то, что в условиях дефицита С0₂ быстро накопится именно то соединение, которое служит акцептором С0₂. С помощью двумерной хроматографии удалось установить, что при отсутствии возможности карбоксилирования в клетках кратковременно возрастает концентрация рибулозо-1,5-дифосфата (рибулозо-1,5-бисфосфата). Отсюда возникло предположение, что первичная фиксация С0₂ происходит следующим образом : С₅ + С0₂-> С₆-> 2С₃. Для проверки этой гипотезы в бесклеточный экстракт из листьев шпината или клеток хлореллы вносили меченный по ³²Р рибулозо-1,5-дифосфат. На свету в экстракте появлялась радиоактивная ФГК.

На основании полученных данных процесс первичной фиксации С0₂ можно записать следующим образом:

Эта реакция катализируется рибулозодифосфаткарбоксилазой (рибулозобисфосфаткарбоксилазой; другие названия -- белок фракции I, карбоксидисмутаза). Максимум активности фермент имеет при рН 7,8 -- 8,0 и нуждается в присутствии ионов Mg^{2 +} .

Дальнейшая работа в лаборатории Кальвина и в других лабораториях привела к расшифровке всех последующих реакций С₃-пути фотосинтеза, который получил название цикла Кальвина (рис. 7.1). Этот цикл, весьма напоминающий обращенный пентозофосфатный путь дыхания, состоит из трех этапов: карбоксилирования, восстановления и регенерации.

1. Карбоксилирование. Молекулы рибулозо-5-фосфата фосфорилируются с участием АТР и фосфорибулозокиназы, в результате чего образуются молекулы рибулозо-1,5-дифосфата, к которым в свою очередь присоединяется С0₂ с помощью рибулозодифосфаткарбоксилазы. Полученный продукт расщепляется на две триозы: 2 молекулы 3-фосфо-глицериновой кислоты (3-ФГК).

2. Фаза восстановления. 3-ФГК восстанавливается до 3-фосфоглицеринового альдегида (3-ФГА) в два этапа. Сначала происходит фосфорилирование 3-ФГК при участии АТР и фосфоглицераткиназы до 1,3-дифосфоглицериновой кислоты, а затем восстановление 1,3-ФГК с помощью NADPH и дегидрогеназы фосфоглицеринового альдегида.

3. Фаза регенерации первичного акцептора диоксида углерода и синтеза конечного продукта фотосинтеза. В результате описанных выше реакций при фиксации трех молекул С0₂ и образовании шести молекул восстановленных 3-фосфотриоз пять из них используются затем для регенерации рибулозо-5-фосфата, а один -- для синтеза глюкозы. 3-ФГА под действием триозофосфатизомеразы изомеризуется в фосфодиоксиацетон. При участии альдолазы 3-ФГА и фосфодиоксиацетон конденсируются с образованием фруктозо-1,6-дифосфата, у которого отщепляется один фосфат с помощью фруктозо-1,6-дифосфатазы. В дальнейших реакциях, связанных с регенерацией первичного акцептора С0₂, последовательно принимают участие транскетолаза и альдолаза. Транскетолаза катализирует перенос содержащего два углерода гликолевого альдегида от кетозы на адьдозу:

Альдолаза затем осуществляет перенос трехуглеродного остатка фосфодиоксиацетона на альдозу, в данном случае эритрозо-4-фосфат, в результате чего синтезируется седо-гептулозо-1,7-дифосфат. Последний дефосфорилируется и под действием транскетолазы из него и 3-ФГА образуются ксилулозо-5-фосфат и рибозо-5-фосфат. Две молекулы ксилуло-зо-5-фосфата при участии рибулозофосфатэпимеразы и одна молекула рибозо-5-фосфата с участием рибозофосфатизомеразы превращаются в три молекулы рибулозо-5-фосфата, с которого начинается новый цикл фиксации С0₂.

Из оставшейся неиспользованной 6-ой молекулы 3-ФГА под действием альдолазы синтезируется (при повторении цикла) молекула фруктозо-1,6-дифосфата, из которой могут образовываться глюкоза, сахароза или крахмал:

Таким образом, для синтеза одной молекулы глюкозы в цикле Кальвина необходимы 12 NADPH и 18 АТР (рис. 7.1), которые поставляются в результате фотохимических реакций фотосинтеза.

6.2 Цикл Хэтча-Слэка-Карпилова, его эволюционное значение. Различные типы усвоения углекислого газа C₄-растениями

В работах Л. А. Незговоровой (1956--1957 гг.), было установлено, что при коротких экспозициях листьев кукурузы на свету ¹⁴С из ¹⁴С0₂ обнаруживается в аспарагиновой кислоте. В дальнейших исследованиях как советских, так и зарубежных специалистов эти представления были развиты, что привело к открытию C₄-nymu углерода в фотосинтезе. Так, в 1960 г. Ю. С. Карпилов, а в 1963 г. И. А. Тарчевский и Ю. С. Карпилов представили данные о раннем образовании яблочной кислоты в листьях кукурузы. Г. П. Корчак и др. (Kortschak et al., 1965) впервые показали, что дикарбоновые кислоты (яблочная и аспарагиновая) являются первичными продуктами фиксации С0₂ у сахарного тростника. Затем эти соединения через 3-ФГК и гексозофосфаты превращаются в сахара. Как новый тип фиксации С0₂, принципиально отличающийся от цикла Кальвина, этот цикл впервые описали австралийские ученые М. Д. Хетч и, К. Р. Слэк (1966). К группе растений с С₄-путем фотосинтеза относятся сахарный тростник, кукуруза, сорго и др. Листья этих растений содержат два разных типа хлоропластов: хлоропласты обычного вида -- в клетках мезофилла и большое количество крупных хлоропластов, часто не имеющих гран, -- в клетках, окружающих проводящие пучки (обкладка). С0₂, диффундирующий в лист через устьица, попадает в цитоплазму клеток мезофилла, где при участии ФЕП-карбокси-лазы вступает в реакцию с ФЕП, образуя щавелевоуксусную кислоту (оксалоацетат). Затем уже в хлоропластах оксалоацетат восстанавливается до яблочной кислоты (малата) за счет NADPH, образующего в ходе световой фазы фотосинтеза.

Щавелевоуксусная кислота в присутствии NH₄⁺ может превращаться также в аспартат. Затем малат (или аспартат) переносится в хлоропласты клетки обкладки сосудистого пучка, где он декарбоксилируется малик-энзимом (малатдегидрогеназой декарбоксилирующей) до пирувата и С0₂.

Как уже отмечалось, в хлоропластах обкладки отсутствуют граны, а следовательно, слабо представлена ФС II, необходимая для нециклического транспорта электронов, однако в них в изобилии накапливается крахмал. Объясняется это тем, что в хлоропластах обкладки используется поставляемый малик-энзимом NADPH, а также тот С0₂, который образовался при окислительном декарбоксилировании малата (или аспартата). В этих хлоропластах в процессе циклического фотофосфорилирования синтезируется большое количество АТР и фиксация С0₂ осуществляется по типу цикла Кальвина. У некоторых растений с С₄-путем фотосинтеза (амарант, лебеда) яблочная кислота декарбоксилируется в митохондриях клеток обкладки с восстановлением NAD.

Возникающий при расщеплении малата в хлоропластах клеток обкладки пируват перемещается назад в хлоропласты клеток мезофилла, где может снова превращаться в первичный акцептор С0₂ -- ФЕП. Такая компартментация процессов позволяет растениям с С₄-путем осуществлять фотосинтез даже при закрытых устьицах, так как хлоропласты клеток обкладки используют малат (аспартат), образовавшийся ранее, как донор С0₂. С₄-растения могут также использовать С0₂, возникающий при фотодыхании. Закрывание устьичных отверстий в наиболее жаркое время дня сокращает потери воды за счет испарения (транспирации). Не удивительно поэтому, что к С₄-растениям относятся многие виды засушливой тропической зоны. Растения с С₄-путем фотосинтеза, как правило, устойчивы к засолению. Эффективность использования воды, т. е. отношение массы ассимилированного С0₂ к массе воды, израсходованной при транспирации, у С₄-растений зачастую вдвое выше, чем у С₃-растений. Таким образом, С₄-растения имеют преимущества перед С₃-растениями в засушливых местах обитания благодаря высокой интенсивности фотосинтеза даже при закрытых устьицах. Фиксация С0₂ с участием ФЕП и образование малата (аспартата) служит как бы насосом для поставки С0₂ в хлоропласты обкладки, функционирующие по С₃-пути.

6.3 САМ-тип метаболизма. Потоки метаболитов в хлоропласт и из него

Суккуленты (роды Crassula, Bryophyllum и др.) также приспособились осуществлять фотосинтез в условиях резко засушливого климата. Для них характерен суточный цикл метаболизма С₄-кислот с образованием яблочной кислоты ночью? В соответствии с английским выражением crassulacean acid metabolism (САМ) этот тип фотосинтеза часто сокращенно называют САМ-метаболизм. Устьица этих растений днем обычно закрыты, что предотвращает потерю воды, и открываются ночью. С0₂ поступает в листья, где при участии содержащейся в цитоплазме ФЕП-карбоксилазы взаимодействует с фосфоенолпируватом, образуя оксалоацетат. Источником ФЕП-карбоксилазы взаимодействует с фосфоенолпируватом, образуя оксалоацетат. Источником ФЕП служит крахмал. То же самое происходит и с С0₂, который освобождается в клетках в процессе дыхания. Образовавшийся оксалоацетат восстанавливается под действием NADH-зависимой малатдегидрогеназы до яблочной кислоты, которая накапливается в вакуолях клеток листа.

Это приводит к закислению клеточного сока в ночное время. Как и у С₄-растений, оксалоацетат может быть источником аспартата, однако этот путь здесь менее выражен.

Днем в условиях высокой температуры, когда устьица закрыты, малат транспортируется из вакуолей в цитоплазму и там декарбоксилируется при участии малатдегидрогеназы декарбоксилирующей (малик-энзима) с образованием С0₂ и пирувата. С0₂ поступает в хлоропласты и включается в них в цикл Кальвина, участвуя в синтезе Сахаров.

Таким образом, у растений с фотосинтезом по типу толстянковых много общего с С₄-путем фотосинтеза. Однако при САМ-метаболизме фиксация С0₂ с образованием малата (ночью) и декарбоксилирование малата с высвобождением С0₂ и пирувата (днем) разделены во времени. У С₄-растений эти же реакции разграничены в пространстве: первая протекает в хлоропластах мезофилла, вторая -- в клетках обкладки. При достаточном количестве воды ряд растений с метаболизмом по типу толстянковых могут вести себя как С₃-растения. В свою очередь некоторые растения с С₃-путем фотосинтеза при недостатке воды проявляют черты САМ-метаболизма.

7.Фотодыхание, его значение. Сравнение фотодыхания у растений с различными типами метаболизма углерода

В растительных клетках, содержащих хлоропласты, помимо С₃- и С₄-путей фотосинтеза, осуществляется также фотодыхание, т. е. активируемый светом процесс высвобождения С0₂ и поглощения 0₂, который значительно,, отличается от «темнового» дыхания митохондрий. Так как при этом первичным продуктом является гликолевая кислота, то этот путь получил название гликолатного. У некоторых С₃-растений с малой эффективностью фотосинтеза интенсивность фотодыхания может достигать 50% от интенсивности фотосинтеза.

Фотодыхание у С₃-растений обычно усиливается при низком содержании С0₂ и высоких концентрациях 0₂. В этих условиях РДФ-карбоксилаза в хлоропластах может функционировать как оксигеназа, катализируя окислительное расщепление рибулозо-1,5-дифосфата на 3-ФГК и 2-фосфогликолевую кислоту, которая затем дефосфорилируется в гликолевую кислоту (рис. 7.1). Молекулы С0₂ и 0₂ конкурируют между собой в каталитическом центре РДФ-карбоксилазы: при относительно высоких концентрациях С0₂ и низких 0₂ преобладает карбоксилирование, тогда как высокие концентрации 0₂ и низкое содержание С0₂ благоприятствуют окислению, а следовательно, и образованию фосфогликолевой кислоты. В том же направлении действует и повышение температуры.

Фотодыхание осуществляется в результате взаимодействия трех органелл -- хлоропластов, пероксисом и митохондрий (рис. 7.1). Гликолат из хлоропласта поступает в пероксисому и там окисляется гликолатоксидазой до глйоксилата. Возникающая перекись водорода устраняется каталазой пероксисомы. Глиоксилат аминируется, превращаясь в глицин, причем в качестве донора аминогруппы функционирует глутамат.

Глицин транспортируется в митохондрию. Здесь из двух молекул глицина образуется серии и освобождается С0₂. Теперь цикл замыкается: серии может снова поступать в пероксисому и там передать свою аминогруппу на пируват. При этом из пирувата возникает аланин, из серина -- гидроксипируват, который сразу после этого восстанавливается в глицерат. Затем глицерат может снова попасть в хлоропласты и благодаря фосфорилированию включиться в цикл Кальвина.

Последовательность реакций фотодыхания не обязательно образует цикл. Гликолатный путь С₃-растений может завершиться в митохондриях. Конечными продуктами в этом случае является серин и С0₂. Освобождение С0₂ объясняет почему нетто-фотосинтез (чистая продуктивность) при интенсивном фотодыхании снижается (рис. 7.1).

У С₄-растений С0₂, выделяющийся в результате фотодыхания, перехватывается в клетках мезофилла, где из ФЁП и С0₂ образуются оксалоацетат и малат. Затем малат «отдает» свой С0₂ хлоропластам обкладки, где функционирует цикл Кальвина. В связи с этим становится понятным высокий нетто-фотосинтез С₄-растений.

Однако для чего же тогда нужно фотодыхание? Необходимо вспомнить, что гликолатный путь приводит к синтезу глицина и серина, в пероксисомах происходит восстановление NADP⁺; имеются косвенные данные о том, что в процессе образования серина может генерироваться и АТР. Показано, что С₃-растения, помещенные в атмосферу с низким парциальным давлением 0₂ и высокой концентрацией С0₂, ведут себя подобно С₄-растениям, т. е. имеют низкий уровень фотодыхания.

Из всего сказанного можно сделать вывод, что термин фотодыхание имеет лишь Формальный смысл: 0₂ потребляется, С0₂ выделяется, однако в функциональном плане к дыханию этот процесс прямого отношения не имеет.

Рис. 8.1

8.Эндогенные механизмы регуляции процесса фотосинтеза

Регуляция фотосинтеза осуществляется на уровне фотохимически активных мембран, хлоропластов, клеток, тканей, органов и целого организма. Все системы регуляции принимают участие в этом процессе.

Процессы в хлоропластах при переходе к фотосинтезу. При освещении листьев хлоропласты уже через несколько минут начинают уменьшаться в объеме, становясь более плоскими (дисковидными). Тилакоиды и граны сдвигаются и уплотняются. Фотоиндуцируемое сокращение хлоропластов объясняется возникновением трансмембранных протонных градиентов и изменением электрического потенциала мембран хлоропластов. Определенная степень сжатия хлоропласта необходима для эффективной работы электронтранспортной цепи и для ее сопряжения с образованием АТР. Транспорт протонов внутрь тилакоидов приводит к подкислению их внутренней полости до рН 5,0--5,5 и одновременному подщелачиванию стромы хлоропласта от рН 7,0 в. темноте и до рН 8,0 на свету. Вход ионов Н⁺ в тилакоиды сопровождается выходом из них в строму ионов Mg^{2 +} .

Появление NADPH, ATP, 0₂, Mg²⁺ и изменение рН оказывают прямое и опосредованное влияние на реакции фотосинтетического усвоения С0₂ в строме. Экспериментально показано, что фиксация С0₂ изолированными хлоропластами практически не обнаруживается при рН ниже 7,2, но достигает максимальных значений при рН 8,0. Причина этого заключается в изменении активности ряда ферментов, имеющих оптимум рН в слабощелочной среде: рибулозофосфаткиназы (рН 7,9), дегидрогеназы фосфоглицеринового альдегида (рН 7,8), рибулозо-1,5-дифосфаткарбоксилазы (рН от 7,5 до 8,0), фруктозодифосфатазы (рН 7,5 -- 8,5). Повышение рН стромы при освещении хлоропласта приводит к значительному связыванию С0₂ в виде Н₂С0₃ и накоплению НСОз, из которого С0₂ освобождается с помощью карбоангидразы перед карбоксили-рованием рибулозо-1,5-дифосфата.

АТР участвует в фосфорилировании рибулозо-5-фосфата и ФГК, а также в реакциях, связанных с синтезом сахарозы и крахмала. NADPH необходим для восстановления ФГК до ФГА и для образования малата из щавелевоуксусной кислоты. Mg²⁺ нужен для функциональной активности РДФ-карбоксилазы, он также принимает участие в синтезе хлорофилла и белков.

Процесс фиксации С0₂ регулируется прежде всего светом.

Он активирует ряд ферментов цикла Кальвина: РДФ-карбоксилазу, дегидрогеназу 1,3-дифосфоглицериновой кислоты, фруктозо-1,6-дифосфатфосфатазу, седогептулозо-1,7-дифосфатфосфатазу и рибулозо-5-фосфаткиназу. Наиболее многообразна регуляция функционирования ключевого фермента цикла Кальвина -- РДФ-карбоксилазы. Помимо света, фермент активируется фруктозо-6-фосфатом, а ингибируется 6-фосфоглюконатом и фруктозо-1,6-дифосфатом. 6-Фосфоглюко-нат подавляет также активность завершающего цикл фермента -- рибулозо-5-фосфаткиназы. Наконец, продукт цикла фиксации С0₂ -- 3-фосфоглицериновая кислота -- положительно влияет на синтез крахмала. Повышение концентрации 0₂ в строме может привести к снижению интенсивности фиксации С0₂ за счет усиления фотодыхания.

Функциональные изменения в клетках мезофилла. Хлоропласты большинства растений способны перемещаться в клетке в зависимости от интенсивности и направления освещения. Сильный свет вызывает отрицательный фототаксис хлоропластов: они уходят от света, концентрируясь на боковых стенках клеток палисадной паренхимы; слабый свет вызывает положительный фототаксис. Предполагают, что освещенный хлоропласт меняет свое положение в клетке с помощью сократительных белков, связанных с оболочкой хлоропласта и взаимодействующих с сократительными белками цитоплазмы.

Мощное воздействие на клетку, определяющее ее метаболизм, оказывают образующиеся в хлоропластах ATP, NADPH и ассимиляты. При освещении отношение ATP/ADP в хлоропластах резко возрастает и вследствие быстрого обмена энергетическими эквивалентами почти тотчас же может воспроизводиться в цитоплазме, а через нее и в митохондриях. Так как оболочка хлоропласта лишь в слабой степени проницаема для АТР, перенос в цитоплазму высокоэнергетической фосфатной связи АТР осуществляется с помощью челночного механизма в результате реакции восстановления-окисления между ФГК и ФДА, так как скорость выхода триозофосфатов через мембраны оболочки хлоропласта приближается к скорости свободной диффузии. Одновременно это приводит к транспорту восстановительных эквивалентов (NADH).

Переносчиком высокого восстановительного потенциала NADPH может служить система ЩУК-малат, каждый компонент которой легко проходит через мембраны, совершая циклические перемещения между хлоропластом и цитоплазмой. В пользу этой гипотезы говорит то, что в хлоропластах находятся NAD ⁺ - и NADP ⁺ -зависимые малатдегидрогеназы.

Появление АТР и восстановительных эквивалентов в цитоплазме приводит к активации на свету таких энергопотребляющих процессов, как синтез жирных кислот, восстановление нитратов и сульфатов. Общеклеточные нужды могут даже «отзывать» АТР с пути восстановления С0₂, конкурируя с реакциями цикла Кальвина.

Уже в первые секунды фотосинтеза происходит выход ассимилятов в цитоплазму. После кратковременного фотосинтеза с ¹⁴С0₂ в цитоплазме прежде всего появляются меченые фосфотриозы -- ФГК и ФДА, а затем [¹⁴С] фруктозо-1,6-дифосфат. На изолированных хлоропластах показано, что оболочка хлоропласта практически непроницаема для сахарозы. По-видимому, основным местом синтеза сахарозы в клетке является не хлоропласт, а цитоплазма. На это указывает также присутствие основного сахарозосинтезирующего фермента сахарозофосфатсинтетазы и UDP-глюкозопирофосфо-рилазы преимущественно в цитоплазме.

Выход предшественников углеводов из хлоропластов в цитоплазму совершается в виде ФГК, ФГА и ФДА. Дальнейшие превращения, ведущие к синтезу гексозофосфатов и сахарозы, происходят уже в цитоплазме. Аналогичным превращениям могут подвергаться триозофосфаты и в хлоропластах, вследствие чего при достаточно интенсивном фотосинтезе в хлоропластах накапливается крахмал, служащий резервом углеводов, предназначенных для экспорта в цитоплазму во вторую очередь. Отложения крахмала часто бывают очень значительными (до 90% от объема хлоропласта).

Выходящие из хлоропластов ассимиляты могут использоваться в самой фотосинтезирующей клетке двумя путями: 1) в окислительно-восстановительных процессах, что обычно заканчивается освобождением С0₂, 2) для увеличения массы клетки в процессе ее роста и отложения запасных и вторичных веществ. Большая часть ассимилятов транспортируется из фотосинтезирующих клеток листа в другие органы и ткани.

Взаимодействие тканей листа при фотосинтезе. Под действием света изменения происходят не только в клетках мезофилла. Свет выступает одним из важнейших факторов регуляции работы устьиц. При включении света у большинства растений устьица открываются более широко, а при выключении -- закрываются. Исключение из правила -- растения семейства толстянковых, у которых ночью устьица открыты, а днем закрыты. На движения устьиц влияет и концентрация С0₂: ширина устьичных щелей увеличивается при снижении содержания С0₂ в межклетниках. Открывание устьиц под действием света связано с работой фотосинтетического аппарата в замыкающих клетках. У этиолированных растений свет не влияет на движения устьиц. В замыкающих клетках на свету включается механизм Н ⁺-насоса в плазмалемме, усиливается поглощение К⁺ и синтез малата, в результате чего возрастает внутриклеточное осмотическое давление и устьица открываются.

Увеличение степени открывания устьиц приводит к усилению транспирации и, следовательно, к более интенсивному поступлению воды и веществ по ксилеме из корней в листья, что необходимо для нормальной функциональной активности клеток мезофилла.

Фотосинтетическая деятельность клеток мезофилла обогащает ткани листа сахарами и другими продуктами фотосинтеза. В результате возрастает функциональная активность проводящих пучков. Теоретически существуют два способа транспорта ассимилятов к проводящим пучкам: по симпласту (через плазмодесмы и цитоплазму последовательного ряда клеток) и по апопласту (по клеточным стенкам). Однако у многих видов растений между клетками мезофилла и флоэмы плазмодесмы развиты крайне слабо или совсем отсутствуют. В апопласте листовой пластинки может находиться около 1/5 сахаров, содержащихся в листе, и значительная доля свободных аминокислот. Клетки листовой паренхимы сравнительно легко выделяют ассимиляты в наружную среду и относительно слабо их поглощают. Клетки флоэмных окончаний, напротив, способны усиленно поглощать из внешних растворов сахара и аминокислоты против концентрационного градиента с помощью энергозависимых переносчиков. Есть основание считать, что, выходя из паренхимных клеток листа в клеточные стенки, сахароза расщепляется находящейся там инвертазой на гексозы (фруктозу и глюкозу), которые в проводящих пучках вновь образуют сахарозу.