Гидробиологические методы рыбохозяйственных исследований

Размещено на http://www.allbest.ru/

Федеральное агентство по рыболовству

ДАЛЬНЕВОСТОЧНЫЙ ГОСУДАРСТВЕННЫЙ ТЕХНИЧЕСКИЙ РЫБОХОЗЯЙСТВЕННЫЙ УНИВЕРСИТЕТ

(ФГБОУ ВПО " ДАЛЬРЫБВТУЗ")

Институт рыболовства и аквакультуры

Кафедра водных биоресурсов и аквакультуры

Курсовая работа

Гидробиологические методы рыбохозяйственных исследований

Владивосток

2015



Содержание

Введение

1. Гидробиологические методы изучения структуры водных сообществ

2. Методы изучения фитопланктона

2.1 Выбор станции исследования и горизонты отбора проб

2.2 Место отбора и орудие лова

2.3 Методы сгущения и консервации фитопланктона

2.4 Методы обработки фитопланктона

2.4.1 Количественные методы. Методы подсчета водорослей

2.4.2 Методы вычисления биомассы

3. Методы изучения зоопланктона

3.1 Методы сбора зоопланктона

3.1.1 Орудия для сбора зоопланктона

3.1.2 Консервация и этикетирование планктонных проб

3.1.3 Место и периодичность сбора проб

3.2 Методы обработки зоопланктона

3.2.1 Качественная обработка проб

3.2.2 Количественная обработка проб

4. Методы изучения макрозообентоса

4.1 Методы отбора проб

4.1.1 Фауна грунта

4.1.2 Фауна камней

4.1.3 Использование искусственно помещенных в воду субстратов для отлова бентосных беспозвоночных

4.2 Фиксирование и хранение проб бентоса

4.3 Разборка бентосных проб, расчет численности и биомассы

5. Методы изучения перифитона

5.1 Методика отбора проб перифитона с естественных субстратов

5.2 Методика отбора проб перифитона с помощью искусственных субстратов

5.3 Этикетирование проб

5.4 Обработка проб

6. Методы определения первичной продукции и деструкции органического вещества

6.1 Скляночный метод измерения первичной продукции и деструкции

6.1.1 Общие положения

6.1.2 Продукционные склянки

6.1.3 Техника экспонирования склянок

6.1.4 Время экспозиции

6.1.5 Выбор горизонтов экспонирования

6.2 Кислородная модификация скляночного методы

6.2.1 Приготовление реактивов

6.2.2 Подготовка к отбору проб

6.2.3 Отбор, экспонирование и фиксация проб

6.2.4 Титрование проб и расчет содержания кислорода в пробе

6.2.5 Определение поправочного коэффициента нормальности Na₂S₂O₃

6.2.6 Расчет первичной продукции

6.3 Радиоуглеродная модификация скляночного метода

6.3.1 Приготовление раствора изотопа

6.3.2 Добавление изотопа в продукционные склянки, экспонирование, фиксация

6.3.3 Фильтрование проб, обработка и хранение фильтров

6.4 Определение общего содержания углекислоты в воде

6.4.1 Титириметрический метод определения общего содержания углекислоты в воде

6.4.2 Определение общего содержания углерода в воде по pH, температуре и карбонатной щелочи

6.5 Расчет первичной продукции

6.6 Расчет первичной продукции за день и под 1 м² водной поверхности

6.7 Сравнение результатов кислородного и радиоуглеродного методов

6.8 Хлорофилльный метод определения первичной продукции и биомассы фитопланктона

6.8.1 Расчет первичной продукции

6.8.2 Расчет биомассы фитопланктона

7. Оценка качества воды

7.1 Метод Пантле и Букка для оценки качества вод по фитопланктону

7.2 Оценка качества воды по показателям зоопланктона

Заключение

Список использованных источников

Приложения

фитопланктон проба перифитон биомасса



Введение

Вода - основная среда обитания многочисленных систематических групп фауны и флоры земли.

К основным гидробиологическим методам относятся учет количества (концентрации) различных групп гидробионтов в пределах своего местообитания, оценка функциональной роли этих групп в экосистемах и моделирование экосистем с целью прогноза их состояния и управления ими. Данные о количестве тех или иных организмов необходимы для суммарной оценки и их роли в различных экосистемных процессах. Из задач гидробиологии, прежде всего можно назвать ту, которая связана с повышением биологической продуктивности водоемов, получением из них наибольшего количества биологического сырья.

Гидробиологические методы применяют для изучения распределения ихтиофауны. Рыбы отдают предпочтение определенным кормовым объектам, поэтому их распределение зависит в первую очередь от места обитания объектов их питания. Так например, планктофаги держатся в толще воды, где наибольшая концентрация планктона (сельдь, ряпушка, сайка), они плавают с открытым ртом и планктон поступает в их жаберную полость вместе с водой, где отфильтровывается многочисленными жаберными тычинками; бентофаги - обитают в придонных слоях воды (бычки, стерлядь, вобла), имеют выдвижной рот, который позволяет им находить в грунте донных беспозвоночных.

Водная растительность является не только кормом, но так же это убежище для водных обитателей, а для некоторых видов рыб наоборот, служат для засады. К примеру - щука и судак маскируются при помощи густых зарослей рдеста или элодеи, поджидая зазевавшегося карпа, а мальки карпа и другие мирные обитатели водоемов пытаются укрыться в тени камыша или тростника. Многие виды растений являются местом для нереста рыб, укрытием отложенной икры от хищников [1]. При цветении водорослей содержание кислорода в воде падает до нуля, в результате чего возникают локальные заморы рыбы, поэтому применение методики определения первичной продукции позволяет определить количество кислорода в водоеме и своевременно устранить цветение. Наиболее часто, чтобы избежать подобных явлений в водоемы запускают рыб питающихся фитопланктоном.

Целью данной работы является изучение гидробиологических методик и основных направлений применения гидробиологических данных в рыбохозяйственных исследованиях, в связи с этим были поставлены следующие задачи:

1. Ознакомиться с методиками сбора и обработки планктонных проб,

2. Ознакомится с методиками сбора и обработки бентосных проб,

3. Ознакомится с методиками сбора и обработки проб перифитона,

4. Ознакомится с методиками определения первичной продукции.



1. История гидробиологических исследований

Первые более или менее систематические исследования водных обитателей относятся к XVII-XIX вв., в России они связаны, в частности, с именами П.С. Палласа и К.Ф. Рулье. В основном эти работы имели натуралистический (описание отдельных водоемов или животных) или фаунистический (поиск и описание новых видов) характер. Наиболее зрелые и интересные работы этого периода относятся уже к XX веку; это, в частности "Животные сообщества умеренной зоны Северной Америки" ( Шелфорд, 1913) и "Очерки из жизни пресноводных животных" ( Павловский, Лепнева, 1948). В первой из этих работ Виктор Шелфорд, один из крупных американских экологов, автор известного в общей экологии "принципа толерантности") на основе своих наблюдений дал описание и первую (и весьма удачную) классификацию всех основных типов природных сообществ умеренного пояса (в том числе пресноводных). Можно сказать, что вся экология пресноводных и наземных сообществ с тех пор уточняет и дополняет описания Шелфорда. Для отечественных водоемов сходные описания даны В.И. Жадиным в монографии "Жизнь пресных вод СССР" (1940-1959). Вторая из упомянутых выше работ (Павловский, Лепнева, 1948) - классическая монография с описанием образа жизни наиболее массовых и интересных водных организмов (из тех, которые доступны прямому наблюдению в аквариуме). В настоящее время натуралистический подход мало распространен среди профессионалов, хотя возможности его далеко не исчерпаны.

Современный этап развития гидробиологии связан с внедрением в нее количественных исследований, при которых выявляется абсолютное и относительное обилие организмов в сообществах. При этом многократно увеличивается разрешающая способность описания и сравнения разных сообществ гидробионтов, а также появляется возможность изучать продуктивность экосистем и другие проблемы, связанные с изменением обилия организмов. Помимо сбора и анализа количественных данных, примерно с середины XX века гидробиология взяла на вооружение обширный арсенал физико-химических методов анализа, статистический аппарат обработки данных и методы математического моделирования [2].



2. Методы изучения фитопланктона

Микроскопические организмы, свободно парящие в толще воды и осуществляющие фотосинтез, объединяются термином фитопланктон. Фитопланктон является одним из важнейших элементов водных экосистем, участвующих в формировании качества вод.

Ассоциации реофильного планктона представлены главным образом диатомовыми и зелеными протококковыми водорослями. В составе лимнофильных комплексов наиболее массовыми, вызывающими "цветение" водоемов, являются цианобактерии.

Индикаторные свойства фитопланктона определяются не только фактом нахождения или отсутствия определенных видов, но и степенью их количественного развития.

2.1 Выбор станции исследования и горизонты отбора проб

Станция контроля за состоянием растительного планктона должны быть приурочены к станциям проведения гидрохимического контроля, поскольку комплекс гидрохимических показателей характеризует: а) условия существования гидробионтов, б) степень загрязнения водоема по основным типам загрязнителей. Местоположение станций должно быть обосновано интересами контроля за санитарно - эпидемиологическим состоянием водоема.

При работе на водохранилищах, озерах, глубоководных прудах отбор проб проводят по специально разработанной гидрологической сетке. На каждой станции отбирают батометром серию проб с пропуском по глубине в 1м до глубины утроенной прозрачности, измеренной по белому диску. При прозрачности 3 м пробы отбираются до глубины 10 м, при прозрачности 5 м - до 15 м и т. д. Поскольку в реках вертикальное распределение фитопланктона относительно равномерное, отбор проб обычно производят с горизонта 0,2 - 1 м батометром или простым зачерпыванием определенного объема воды.

2.2 Методы отбора и орудия лова

Наиболее надежным методом отбора проб фитопланктона считается батометрический метод. Пробы отобранные батометром, используют как для количественного учета фитопланктона, так и для качественной характеристики пробы. Системы батометров весьма разнообразны. Описание почти всех существующих конструкций батометров приведены в монографии И. А. Киселева [3].

В системе Госкомгидромета для отбора проб воды на гидрохимический анализ обычно используют батометры типа Рутнера, которые вполне могут быть пригодны для отбора фитопланктонных проб.

Для более полного выявления флористического состава фитопланктона используют пробы, отобранные планктонной сетью ( рис.1)

Рис.1. Качественная сеть Апштейна

Наиболее просты и удобны в изготовлении планктонные сетки конической формы. Для их изготовления лучше использовать самое мелкое ( не ниже № 70) мельничное сито из шелковой или капроновой нити.



2.3 Методы сгущения и консервация фитопланктона

Наиболее распространенными методами концентрирования фитопланктона являются седиментация и фильтрация через мелкопористые мембранные фильтры. Сущность седиментационного метода заключается в том, что пробой воды, предназначенной для сгущения, заполняют пол- литровые бутыли и консервируют фиксатором. Через 3 - 4 дня после отстаивания в темноте воду над осевшими водорослями можно осторожно отсосать сифоном, оставив приблизительно 100 см³ пробы. За 2 - 3 дня до количественной обработки пробы разливают по мерным цилиндрам и после отстаивания в темноте их объем доводится до 5 - 10 см³. Затем они переносятся без потерь в склянки из - под пенициллина и дополнительно консервируются одной - двумя каплями 40% -ного формалина. При проведении гидробиологических работ в системе Госкомгидромета рекомендуется концентрировать пробы фитопланктона методом мембранной фильтрации. Основным достоинством этого метода являются, прежде всего быстрота консервирования в экспедиционных условиях, а так же просматривать живой материал. Фильтрация воды осуществляется под вакуумом в специальной воронке, укрепленной на колбе Бунзепа, которая соединяется с насосом Камовского. Отечественная промышленность выпускает мембранные фильтры шести номеров, из которых для сгущения фитопланктона пригодны два: № 5 и 6 с диаметром пор 1,2 и 2 - 5 мкм. В настоящее время в нашей стране получили распространение чешские фильтры марки "Сынпор-2" с диаметром пор 1,2 мкм. Они как нельзя лучше удовлетворяют целям количественного учета фитопланктона, так как имеют гладкую поверхность, с которой хорошо счищается осадок, а скорость фильтрации не меньше, чем у отечественных фильтров № 6.



2.4 Методы обработки фитопланктона

Для видовой идентификации следует пользоваться наиболее широко применяемыми определителями. Необходимо отметить, что при проведении гидробиологического контроля за состоянием поверхностных вод суши определение качественного состава основной массы организмов фитопланктона нужно проводить до вида. Это необходимо для выявления организмов - индикаторов, развитие которых, прежде всего позволяет судить о качестве исследуемых вод.

2.4.1 Количественные методы. Методы подсчета водорослей

Для подсчета численности водорослей используют счетные камеры Нажотта, "Учинская", Горяева. Перед счетом пробу тщательно перемешивают и одну каплю вносят в камеру. Очень важно хорошо перемешать пробу, та как этим достигается равномерное распределение водорослей. Это необходимо для уменьшения ошибки выборки, обусловленной тем, что просчитывается не вся проба, а ее часть. Камеру закрывают покровным стеклом и после оседания водорослей на дно проводят определение и подсчет всех встреченных видов, кроме того, производят замеры необходимых параметров для последующего вычисления объема клеток. В каждой пробе необходимо определить и просчитать все виды как минимум в трех камерах объемом 0,9 мм³ (Горяева) с последующим вычислением среднего арифметического. Каждую камеру следует просматривать при двух различных увеличениях - большом и малом - для учета крупных и мелких форм.

Для статистической достоверности подсчета и установления биомассы доминирующих видов необходимо, чтобы каждый из них был встречен не менее 100 раз [4]. Пересчет общей численности производится по формуле



Где - число клеток в 1 см³ воды, - число клеток в камере объемом 1 мм³, - объем концентрата пробы, - объем камеры, - объем профильтрованной воды, если объем профильтрованной воды и концентрата пробы постоянны (=500 см³, = 5 см³), то формула принимает вид

.

Для достоверной оценки общей численности фитопланктона плотность его в пробе должна быть не менее 3 тыс. кл./мл. Степень концентрации исходной пробы необходимо устанавливать, принимая во внимание это условие.

2.4.2 Методы вычисления биомассы

Вычисление биомассы фитопланктона производится наиболее общепринятым в пресноводной гидробиологии методом суммирования биомасс отдельных популяция, для чего требуется установление средней массы (объема) клеток водорослей, составляющих популяции в пробе.

Определение объема отдельных клеток водорослей обычно осуществляется следующим образом. Каждую из встреченных особей измеряют, используя для этого окуляр - микрометр или специальную сеточку, вставленную в окуляр. На основании многочисленных промеров для дальнейшего вычисления биомассы, особенно доминирующих видов, получают средние значения всех необходимых параметров. Найденный для каждой клетки объем (в мкм³) умножается на ее численность, и получают значение биомассы в мг/л или г/м³ с точностью до 0,01.



3. Методы изучения зоопланктона

Состав и уровень количественного развития водных беспозвоночных организмов является высокочувствительным показателем степени загрязнения водоема и нарушения чистоты его вод.

Одним из компонентов биологического анализа водоема является изучение зоопланктонного сообщества.

Зоопланктонное сообщество, как и любое другое сообщество экосистемы, характеризуется постоянством видового состава, динамической устойчивостью, определенной, присущей ему организацией. Изменение условий сущестования организмов отражается на видовом составе, количественных показателях, соотношении отдельных таксономических групп, структуре популяции зоопланктона.

В зависимости от линейных размеров пресноводный планктон принято делить на следующие группы:

1) мезопланктон - крупные организмы, видимые невооруженным глазом, их размеры достигают нескольких миллиметров (большинство представителей подотряда Cyclopoida, крупные представители подотряда Cladocera, некоторые виды из р.р. Daphnia, Bythotrephes и др.;

2) микропланктон - микроскопические организмы, их размеры от 50 до 100 мкм (Mesocyclops oithonoides, науплиальные стадии отряда Copepoda, многие представители подотряда Cladocera.

3) наннопланктон - организмы, длина тела которых меньше 50 мкм ( мелкие формы класса Rotatoria

4) ультрапланктон - крайне мелкие организмы, их размеры менее 20 мкм.



3.1 Методы сбора зоопланктона

3.1.1 Орудия для сбора зоопланктона

Все разнообразие методов сбора зоопланктона сводится к двум вариантам:

1) методы, представляющие комбинацию раздельного водозачерпывания и одновременного отделения планктона от воды в самой воде, что осуществляется с помощью планктонных сетей, планктоночерпателей;

2) методы, представляющие комбинацию раздельного водозачерпывания и последующего отделения планктона от воды, что осуществляется или с помощью фильтрации доставленной на поверхность воды через сетку, или посредством отстаивания [5].

Метод отбора проб зависит от типа водоема, его глубины, размеров. В крупных и средних водоемах с замедленным водообменном (озерах, водохранилищах) пробы зоопланктона отбирают количественной сетью Джеди фракционно, в мелководных водоемах (прудах, малых лесных озерах, лагунах), глубина которых не превышает 3 - 4 м, - так же качественной сетью Джеди, тотально.

В водотоках, главным образом реках для сбора качественных проб используется цилиндрическая сеть Лангганса ("Цеппелин"), а количественных - батометр Жуковского [6]. Наиболее простым и доступным способом, не требующим сложного оборудования, является способ отбора проб путем процеживания 50 - 100 л воды, взятой ведром или другим сосудом, через качественную сеть Апштейна.

Орудия для качественного сбора зоопланктона

Классическим орудием сбора зоопланктона является коническая планктонная сеть (сеть Апштейна), состоящая из шелкового или капронового конуса, широким основанием нашитая на металлическое кольцо, а в узком основании имеющая стаканчик, в котором концентрируется собираемый планктон.

Для изготовления планктонной сети употребляется мельничное, шелковое или капроновое сито или газ, отличающиеся большой прочностью и равномерностью распределения нитей. Номер сита соответствует числу ячей в 1 см² ткани. Наиболее частый газ № 77, наиболее редкий № 7. Для улавливания микропланктона применяется газ № 64 - 77, для улавливания мезопланктона - № 38 - 64. Нанно- и ультрапланктон планктонной сетью не улавливаются.

При изготовлении сетного конуса необходимо:

1) шелковое или капроновое сито перед шитьем смочить губкой и слегка прогладить негорячим утюгом;

2) плотный хлопчатобумажный или льняной материал перед шитьем вымочить, высушить и прогладить;

3) веревки предварительно намочить и высушить в натянутом виде.

Для планктонных сетей применяются металлические и стеклянные стаканчики разной конструкции. Особенно удобны металлические стаканчики с краном (рис.2). Их размеры: высота 40 мм, диаметр 28 мм, для средней модели сети соответственно 80 и 55 мм. Вместо крана на стаканчике может быть патрубок, на который насаживается резиновая трубка соответствующего диаметра, запирающаяся зажимом Мора. Такой стаканчик наиболее удобен для работы в зимний период. Когда поворот крана затруднен в связи с низкими температурами воды и воздуха. Не менее удобен металлический стаканчик с глухим дном без крана, состоящий из двух половин - короткой верхней и более длинной нижней, соединенных друг с другом посредством штыкового затвора или винтовой нарезки. Внутренний диаметр стаканчика 3,5 см. Высота верхней части стаканчика 3 см, нижней - 7 см.



Рис. 2. Металлический стакан с краном для планктонных сеток [7].

Таблица 1 Размеры качественных сетей Апштейна

Модель	Длина образующей боковой поверхности конуса, см	Диаметр, см
		Входного отверстия	стаканчика
Малая	55	25	3,5 - 4,0
Средняя	100	40	6

Качественные ловы зоопланктона производят с целью выявления его видового состава. Установление видового состава зоопланктона следует проводить в течение вегетационного периода, когда основная масса организмов присутствует в планктоне и активно размножается.

Качественными сетями работают с лодки, плота, судна. Их опускают в воду по возможности вертикально вручную или с помощью лебедки. Маленкие планктонные сети можно забрасывать с берега, не допуская зачерпывания ими грунта.

Для сбора планктона в реке или при движении судна на озерах и водохранилищах рекомендуется цилиндрическая сеть Лангганса ("Цеппелин"), состоящая из двух, сшитых из шелка или капрона цилиндров и одного шелкового или капронового конуса с планктонным стаканчиком на конце. Сеть с помощью кусков полотна нашивается на три металлических кольца. К переднему кольцу привязывается уздечка с кольцом для крепления к тросу (рис 3). Сеть может быть разных размеров (табл.2)



Рис. 3. Цилиндрическая сеть "Цеппелин".

Таблица 2 Размеры моделей сетей Лангганса ("Цеппелинов")

Модель	Диаметр, см	Длина, см
	входного отверстия	стаканчика	цилиндрического отдела сети	конического отдела сети	всей сети
Большая	22	6,5	98	50	148
Средняя	15	4,5	97	42	138
Малая	9,5	4,5	96	23	120

Орудия для количественного сбора зоопланктона и методы работы с ними

Количественные сети требуют более тщательного изготовления. Они отличаются от качественных следующими особенностями конструкции:

1) присутствием в переднем отделе сети конуса - надставки из плотного хлопчатобумажного материала;

2) в связи с наличием этого конуса имеется второе металлическое кольцо, к которому пришивается верхний конец надставки и которое представляет входное отверстие сети. Назначение конуса - надставки заключается в ослаблении обратных (вихревых) токов воды и тем самым предохранении планктона от вымывания при протягивании сети сквозь толщу воды.

Существует целый ряд количественных сетей, самыми распространенными из которых являются сети Джеди, Нансена, Апштейна. Основные различия в их конструкции сводятся к различиям в форме надставки и в механизме замыкания сети при ловах по горизонтам. В качестве основного орудия лова мезопланктона можно рекомендовать сеть Джеди как более уловистую по сравнению с другими сетями [5].

Сеть Джеди (рис. 4) состоит из фильтрующего или капронового конуса, как и в качественной сети Апштейна, и верхнего обратного усеченного конуса из плотного белого материала. По верхнему и нижнему краю обратного конуса пришивают металлические обручи ( диаметр 0,5 - 1,0 см), к которым на равном расстоянии друг от друга из плотной ткани крепятся три боковые стропы сети. Свободные концы строп связывают петлей над входным отверстием сети. К нижнему концу фильтрующего конуса пришивается манжета, с помощью которой к сети прикрепляется стакан с краном для сливания пробы .

Замыкающая сеть Джеди, по описанию В. И. Жадина [6], приводится в рабочее положение с помощью специального замыкателя, состоящего из обоймы, внутри которой на оси свободно двигается крючок с противовесом, служащий для закрепления кольца уздечки сети (рис. 5). Через верхнюю часть обоймы пропущен винт, за который крепится спускной трос. Перед началом работы сеть вывешивается в открытом состоянии: кольцо уздечи зажато крючком замыкателя. Кран для сливания пробы на стаканчике закрыт. В таком виде сеть опускается в воду, затем поднимается до нужного горизонта, и к этому моменту по спускному тросу пускается посыльный груз, который, ударяя по головке спускного механизма, освобождает кольцо уздечки - сеть закрывается и повисает на тросе, прикрепленном к большому кольцу. Закрытая сеть поднимается на поверхность. Сети придается первоначальное положение, т. е. кольцо уздечки зажимается крючком замыкателя. Кран стакана открывается и проба, сконцентрированная в нем, переливается в подготовленную заранее чистую посуду. Затем кран стакана закрывают и сеть в расправленном виде вновь погружают в водоем до уровня входного отверстия для того, чтобы смыть со стенок сети оставшиеся организмы. Смытые со стенок остатки пробы сливают в ту же посуду. Нельзя допустить, чтобы при споласкивании сети в нее попала чрез входное отверстие новая порция воды. После облова каждого горизонта сеть споласкивают.

Рис. 4. Замыкающая количественная сеть Джеди

1 - петля на шнуре; 2 - шнур, связывающий сетку с замыкателем; 3 - шнуры на верхнем кольце; 4 - верхнее кольцо; 5 - матерчатый конус; 6 - нижнее кольцо; 7 - шелковая сеть; 8 - шнур, удерживающий стаканчик; 9 - стаканчик.

Рис. 5. Замыкатель для планктонной сети.

а - рабочий крючок замыкателя.



Для установления видового состава зоопланктона производится тотальный лов от дна до поверхности. Сетной метод сбора зоопланктона, является комбинацией водозачерпывания и одновременного отделения планктона в самой воде. Другим вариантом являются методы, представляющие комбинацию раздельного водозачерпывания и последующего отделения планктона от воды. Этот способ применим на малых и средних реках, а так же в прибрежной зоне любых водоемов и прежде всего в зарослях высшей водной растительности. Принцип метода заключается в следующем: сосудом определенной вместимости (литровая кружка, полиэтиленовое 5-литровое ведро) берется определенный объем воды (50 - 100 л) и выливается в планктонную качественную сеть Апштейна (газ № 64 - 77), через котрую происходит фильтрация воды. Планктон концентрируется в стаканчике. Зачерпывание следует производить быстро, не допуская перемешивания воды. Зачерпыванием вручную отбирается проба лишь с поверхности. Для взятия пробы с глубины удобны любого рода батометры, применяемые для отбора гидрохимических проб, например батометр Руттнера. Объем воды (от 50 до 100 л) с помощью батометра определенного объема (1, 2, 3 л) с нужного горизонта фильтруется через качественную сеть Апштейна. Кроме указанного выше метода, существует отстойный метод, который обычно применяется ля выявления видового состава и количественного распределения мелких коловраток. Вода с поверхности или определенного горизонта, взятая кружкой, ведром, батометром, выливается в сосуд определенного объема, фиксируется и отстаивается 7 - 10 сут. По истечении указанного времени вода над осадком выливается с помощью сифона (резиновой трубки, затянутой снизу мельничным газом № 77). Осадок обрабатывается под микроскопом.

Отобранные различными способами пробы переливаются из стаканчика в обычные стеклянные банки, бутылки, хлорвиниловые банки (объем 100, 150, 200, 300 см³ в зависимости от размера стаканчика).



3.1.2 Консервация и этикетирование планктонных проб

Фиксируют зоопланктонную пробу обычно 40%-ным формалином. Формалин приливают таким образом чтобы получился его 4%-ный раствор (1 часть формалина на 9 частей воды). Применяемый формалин не должен иметь осадка. Если нельзя обеспечить хранение проб в теплом месте (зимний перилд, полярные ксловия), то пробы зоопланктона фиксируют спиртом. С этой целью объем воды в пробе доводится до возможного минимума и в банку наливается 96-градусный этиловый спирт с таким расчетом, чтобы его концентрацию довести до 70°.

Каждая проба зоопланктона должна быть тщательно этикетирована и записана в специальный журнал или полевой дневник (см. приложение 1).

Этикетка пишется на пергаментной бумаге карандашом или тушью. Этикетка вкладывается под прокладку крышки. Иногда проба снабжается второй этикеткой которая опускается внутрь сосуда. На пробке банки или на ее стенке ставится номер пробы. Номер на пробе соответствует номеру, записанному в полевом дневнике.

3.1.3 Место и периодичность отбора проб

Сборы зоопланктона с целью контроля качества вод осуществляются в местах постоянных гидробиологических наблюдений и обычно приурочены к стандартным гидрохимическим створам. Выбор станции наблюдения на водном объекте зависит прежде всего от местоположения источников загрязнения (промышленные предприятия, бытовые стоки, сельскохозяйственные угодья).Необходимо установить биологический фон данного водного объекта, для чего следует выбрать ряд станций в незагрязненных участках, например выше источника загрязнения.

Наблюдениями следует охватить все биологические сезоны. Поскольку видовой состав и уровень количественного развития зоопланктона испытывают значительные сезонные колебания, при изучении влияния загрязнения на основании анализа зоопланктонного сообщества желательно производить отбор проб один раз в зимний, весенний и осенний периоды и три раза в летний.

3.2 Методы обработки зоопланктона

3.2.1 Качественная обработка проб

Задача качественной обработки зоопланктона сводится к точному определению видовой принадлежности входящих в его состав организмов. При этом рекомендуется обирать и качественные пробы - дублеры, которые не фиксируют. Живые пробы обрабатываются по возможности немедленно после сбора. Если время не позволяет сделать это, то пробы сохраняются до обработки в прохладном месте, защищенном от солнца, причем банки, где содержатся пробы, плотно не закрываются.

Непосредственно перед обработкой нефиксированной пробы ее следует сконцентрировать путем, например, центрифугирования или удаления большей части воды с помощью сифона. Далее чистой пипеткой берется капля осадка, которая переносится на предметное стекло и просматривается вначале под бинокуляром, а затем под микроскопом. При микроскопировании рекомендуется пользоваться покровным стеклом, так как накрывание им капли с планктоном отчасти замедляет движение некоторых планктеров. В живом состоянии главным образом определяются мелкие формы беспанцирных коловраток. Для замедления движения животных под покровное стекло помещают каплю наркотизирующего вещества - раствора хлоралгидрата, кокаина, хлороформа и .т. п. Приостановку движения планктеров можно достигнуть так же очень осторожным нагреванием препарата до 35 - 40°С, прибавлением вишневого клея или другого вязкого вещества.

Виды не требующие определения в живом состоянии, исследуются из фиксированных качественных проб. Из осадка сконцентрированных проб пипеткой планктон переносится на предметное стекло и обрабатывается. При обработке фиксированного материала готовят препараты в капле воды, в водном глицерине - формалине (1 часть глицерина на 1 часть формалина). Чтобы среда не подсыхала, препарат по краю покровного стекла окружают лаком. Для сохранения препарата на длительное время материал заключают в твердую среду: глицерин - желатин, канадский бальзам.

Определение организмов зоопланктона производится до вида по определителям.

3.2.2 Количественная обработка проб

Далее следует количественная обработка проб, которая заключается в подсчете количества организмов каждого вида по возможности по возрастным стадиям или размерным группам. Счетный метод довольно трудоемкий, но пока еще самый точный [8]. При других методах (объемный, весовой, химический и т. д.) получаемые оценки носят суммарный характер. При относительно "бедных" планктоном водах организмы зоопланктона подсчитываются целиком во всей пробе. Удобно использовать для этого камеру Богорова или кристаллизатор Цееба. Камера Богорова имеет вид стеклянной пластинки с желобом или с сообщающимися канавками, разделенными призматическими перегородками (рис. 6). Кристаллизатор Цееба представляет прямоугольную ванночку с бортиками. Дно ванночки с нижней стороны разграфлено параллельными линиями на полоски. Каждая полоска умещается в поле зрения бинокуляра с увеличением 4Ч8. В большинстве случаев приходится иметь дело с большим количеством организмов. Поэтому подсчет всех организмов в исследуемой пробе технически невозможен. Следует ограничится подсчетом небольшой порции планктона с последующим пересчетом на всю пробу. Пробу доводят до определенного объема (25, 50, 100 см³) в зависимости от обилия планктона. Чем чаще встречается организм в данной пробе, тем больше разбавление нужно применять для его подсчета. И. А. Киселев [9] предложил разбавлять пробу в том случае, если количество просчитываемых организмов в порции более 1000, или сгущать ее, если количество организмов менее 100. Проба зоопланктона вылавливается в мерный цилиндр. Если ее объем меньше нужного для подсчета, то пробу доливают чистой профильтрованной ( лучше дистиллированной) водой. Если требуется меньший объем, чем данная проба, то ее концентрируют. Производится это следующим образом. Пробу отстаивают до тех пор, пока практически весь планктон не осядет на дне сосуда, в течение 15 - 20 мин. Затем осторожно, чтобы не взмутить осадка, оттягивают с помощью резиновой груши излишек воды сифоном в виде стеклянной изогнутой трубки, входное отверстие которой (опущенное в пробу) затягивается частым газом (№ 70 - 77). Приставшие к газу организмы смываются дистиллированной водой с помощью пипетки. Приведенная к известному объему проба, выливается в колбу и равномерно взбалтывается. С помощью штемпель - пипеток разных объемов (от 0,1 до 5 мл), не дав осесть организмам на дно, отбирают порцию пробы. Часть пробы, взятую штемпель - пипеткой, выливают в камеру Богорова и в ней просчитывают число организмов каждого вида. Эта операция проводится дважды, после чего всю пробу просматривают под бинокуляром в кристаллизаторе Цееба для определения и подсчета редких и крупных видов. Число организмов в порциях пересчитывается на весь обем пробы и записывается в специальную карточку (см. приложение 2). От определения количества организмов в пробе переходят к определению численности ( количество организмов в 1 м³) зоопланктона. Если проба отобрана путем процеживания объема воды через сеть Апштейна, то расчет производится следующим образом:

где - количество организмов в 1 м³ воды, экз./м³; - количество организмов в пробе, экз; - объем воды, процеженной через сеть, л.

Если отбор проб произведен количественной сетью Джеди, то прежде всего рассчитывают коэффициент планктонной сети (или множитель перевода на 1 м³) исходя из радиуса ее входного отверстия. Коэффициент сети рассчитывается следующим образом:

где, - площадь входного отверстия сети, см²; - горизонт, слой облова, см.

Вычислив коэффициент сети при горизонте 0 - 1 м, находим коэффициентв при горизонтах 0 - 2, 2 - 5, 5 - 10 м и т. д. простым делением значения при горизонте облова 1 м соответственно на 2, 3, и 5.

Численность организмов N находится умножение количества организмов в пробе на коэффициент сети .

Следующим этапом количественной обработки является получение данных по биомассе. Биомасса зоопланктона определяется умножением индивидуальной массы (веса) каждого организма на его численность. Однако следует учитывать, что длина и масса зоопланктеров одного и того же вида может значительно изменяться в разных водоемах, различных климатических зонах, а так же в зависимости от сезона. Е. В. Балушкина и Г. Г. Винберг [10, 11] сопоставили и оценили все содержащиеся в литературе уравнения и материалы, позволяющие по измерениям длины тела находить массу планктонных животных. В результате было предложено в качестве общего способа выражения зависимости между длинной и массой тела особи степенное уравнение



где - длина тела организма, мм; - масса тела, мг; - масса тела, мг сырой массы при длине тела равной 1 мм; - показатель степени.

Промеры организмов осуществляются под бинокуляром по возрастным стадиям: взрослые формы, молодь, яйценосные самки. Измеряются не менее 30 экземпляров каждого вида определенной стадии.

Рис. 6. Камера Богорова.



4. Методы изучения макрозообентоса

Организмы зообентоса занимают в водоеме два основных биотопа: грунт (поверхность и толщу) и растительность. Подвижные организмы могут отрываться от поверхности субстрата и плавать в воде, занимая таким образом третий биотоп - водную толщу в пределах придонного слоя воды или водного пространства в зарослях макрофитов.

Зообентос условно делят на три группы, основываясь на размерах животных: 1) макробентос - более 2-3 мм, 2) мезобентос - 0,5-3 мм, 3) микробентос - менее 0,5 мм. В макробентос попадают крупные организмы, например двустворчатые моллюски, личинки хирономид последних возрастов, половозрелые особи олигохет. Мезобентос объединяет животных, которые с ростом переходят в состав макрофауны, а так же размеры которых и во взрослом состоянии не превышают 2 мм.

Сбор организмов макро- и мезобентоса осуществляется одними орудиями лова, а обработка проб производится однотипными методами.

Микробентос включает мелкие организмы, представленные главным образом простейшими, коловратками, турбелляриями. Полноценный учет этой фауны требует специальной методики сбора и, главное, обработки "живых" (не зафиксированных) проб, так как многие организмы после фиксации деформируются настолько, что затрудняется их определение.

4.1 Методы отбора проб

4.1.1 Фауна грунта

Основными орудиями сбора на количественный анализ донных беспозвоночных являются дночерпатели различных систем. Универсального дночерпателя, пригодного для работы на всех типах грунта, нет.

На мягких илистых грунтах применяется коробочный дночерпатель Экмана - Берджа (рис. 7) на тросе или облегченная модель ковшевого дночерпателя Петерсена (рис. 8). На очень мягких илах дночерпатель Экмана - Берджа опускают очень медленно, контролируя по натяжению троса достижение дна, с тем чтобы прибор не зарывался в грунт.

На песчаных грунтах отбор проб осуществляется дночерпателем Петерсена с малой площадью захвата.

На плотных грунтах следует применять дночерпатель "Океан" (рис. 9)

Рис. 7. Дночерпатель Экмана - Берджа.

Рис. 8. Дночерпатель Петерсена.



Рис. 9. Дночерпатель "Океан".

Перечисленные виды дночерпателей применяют для отбора проб с лодки или катера.

В прибрежной зоне на глубинах до 2,5 м для отбора бентосных проб применяют дночерпатели, опускаемые на штанге. Это коробочный дночерпатель Заболоцкого с площадью захвата 1/40 м², работающий на относительно мягких грунтах, и трубчаты дночерпатель Мордухай - Болтовского (1/250 м²), которым отбирают пробы на твердых грунтах.

Для сбора крупных организмов, таких, как двустворчатые моллюски, на мелководье можно применять рамку, ограничивающую участок дна, площадью 1 м². Рамка накладывается на грунт, и ее положение фиксируется при помощи вдавленных в грунт шипов. В пределах ограниченного рамкой пространства крупных животных выбирают вручную, полученный материал просчитывают на месте, несколько экземпляров фиксируют формалином для уточнения видового состава, а остальных моллюсков возвращают в водоем.

На глубинах, недоступных для сбора вручную, крупных беспозвоночных отлавливают дночерпателями большой площади сечения (0,1 м²) или берут большее число проб, а промывку грунта проводят через сита с крупной ячеей ( не менее 5 мм).

Отбор проб дночепателем проводят с заякоренной лодки или судна. Сначала измеряют глубину: на мелководье размеченным шестом, в более глубоких местах ручным лотом.

При отборе проб лодка или судно должны быть ориентированы таким образом, чтобы во время дрейфа трос дночерпателя не заносило под корпус судна, что может привести к преждевременному закрытию прибора.

Дночерпатель опускается плавно в открытом состоянии. Достижение им дна обнаруживается по ослаблению натяжения троса. В зависимости от конструкции дночерпателя производится закрытие прибора и захват определенного объема грунта. Затем начинают подъем прибора. Дночерпатель с отобранным грунтом помещают в таз, кювету или на промывательный станок, открывают его, и грунт либо смывают струей воды в отверстие крышки на сито промывательного стакана, либо слегка приподнимают над приемной емкостью, освобождая дночерпатель от грунта. Остатки грунта на стенках прибора смывают в основную пробу.

Если отобранный грунт заполняет дночерпатель не полностью, то пробу не учитывают и отбор повторяют. Из забракованной пробы можно отобрать образец грунта для проведения анализа донных отложений.

Характер грунта определяется на каждой станции, где производится сбор донной фауны. Тип донных отложений определяется специалистами в аналитических лабораториях. Для этих целей грунт высушивают на воздухе или в любом теплом месте.

Непосредственно на водоеме можно приблизительно определить тип донных отложений по следующей шкале

· каменистый - дно покрывают преимущественно камни,

· каменисто-песчанный - среди отдельных камней есть участки открытого песчаного грунта,

· песчаный - преобладает песок, изредка встречаются камни,

· песчанно-илистый - песок частично или полностью покрыт илом,

· илисто-песчанный - ил является преобладающей фракцией, пр растирании между пальцами ощущается присутствие песка,

· илистый - при растирании между пальцами не ощущается присутствие песка,

· глинистый - при растирании ощущается пластичность,

· задернованные почвы - в искусственных водоемах.

Отбор проб для качественного анализа можно производить дночерпателями, а так же скребками (рис. 10), драгами и тралами различной конструкции, причем скребком облавливаются только мелководные участки водоема, а драгами как мелководные, так и глубоководные участки.

Рис. 10. Скребок.

Отбор бентосных проб драгами и тралами следует ограничивать, особенно на некоторых водных объектах, с целью сохранения биоценозов водных беспозвоночных. Лучше по возможности применять дночерпатели и скребки.

Промывка добытого дночерпателем грунта проводится на водоеме сразу после отбора проб. На практике используют несколько методов разделения грунта и организмов. При работе с большими объемами пробы промывку грунта осуществляют на станке, который состоит из деревянного корпуса с набором ящиков - сит. Сверху на станке помещается съемная крышка с бортиками по краю для приема грунта из дночерпателя и с отверстием в середине крышки, через которое грунт смывается на верхнее сито. После смыва грунта с крышки на сито, крышку снимают и из содержимого на верхнем сите выбирают крупных животных, а так же камни, остатки растительности и другие крупные объекты, которые сохраняются для последующего осмотра. Оставшийся грунт промывают несильной струей воды из шланга во избежании порчи организмов таким образом, чтобы через отверстия верхнего сита на второе попали организмы макробентоса, на нижележащее сито организмы мезобентоса, а остаток пробы смывается в приемный ящик или за борт. Таким образом происходит разделение бентосных организмов по размерным грунтам. Такой способ промывки можно проводить на крупных водных объектах, где отбор проб осуществляется с судна большими дночерпателями, а бентофауна представлена в основном моллюсками, раковины которых не повреждаются при промывке через металлические сита. На тех участках крупных водных объектов, где бентофауна состоит в основном из олигохет и личинок хирономид, а отбор проводится также с судна большими дночерпателями, рекомендуется на промывочном станке промывать грунт лишь на первом сите с крупной ячеей для отделения крупных животных и других объектов, а остаток промывать весь сразу или частями на ситах из мельничного газа № 23. Сито в виде мешка прикрепляется к четырехугольной раме, которая удерживается веревками за бортом судна и может быть поднято до уровня борта для приема грунта или опущено в воду не менее чем до половины мешка для промывки. Необходимо следить за уровнем погружения сита в воду и избегать заплескивания оды сверху, чтобы животные не были вымыты из мешка. Сито следует слегка приподнимать и опускать, чтобы ускорить и улучшить процесс разделения грунта и организмов.

Через такое же сито промывается за бортом грунт при отборе проб малыми дночепателями с лодки. При этом сито можно держать в руках.

Для промывки небольших количеств грунта используют небольшие сачки - промывалки (рис. 11), состоящее из металлического обруча диаметром 20 - 30 см, к которому пришивается такой же мешок, как у скребка

Рис. 11. Сачок



Для выборки фауны из песчаного грунта пробу перед промывкой подвергают отмучиванию. Для этого пробу помещают из дночерпателя в таз, сверху наливают воду до половины глубины таза. Рукой вода с грунтом производится в состояние движения так, чтобы поднять в воду животных. Не давая мути и организмам сесть на дно, воду из таза выливают в сачок - промывалку с мешком из газа соответствующего номера для макро- и мезобентоса. Процесс отмучивания повторяют до тех пор, пока промывные воды не становятся чистыми. После этого остаток грунта в тазу просматривают, всех оставшихся животных выбирают, а грунт выбрасывают.

Сбор организмов с промывных сит проводят сразу после промывки проб. Тщательно осматривают крупные объекты, отобранные на верхнем сите промывочного станка, и собирают обнаруженные на них организмы. Из отмытой пробы макробентоса животных лучше выбирать сразу на водоеме, так как живые формы заметнее и их легче собирать. При этом грунт помещают маленькими порциями в металлические или пластмассовые кюветы и приливают небольшое количество воды. Для разделения грунта с примесью значительного количества растительного субстрата и организмов можно применять метод флотации. При этом небольшие порции грунта из пробы помещают в насыщенный раствор поваренной соли, всплывающие организмы быстро, пока они не осели вновь, собирают небольшим сачком или ложкой. Затем грунт тщательно посматривают для сбора моллюсков и других не всплывающих организмов. Пробы с организмами мезобентоса фиксируют целиком в 4 - 10% растворе формалина, а выбор животных проводят в стационарных условиях.

4.1.2 Фауна камней

В особую группу можно выделить обитателей каменистого субстрата. Это своеобразная фауна камней, которая развивается на каменистых отложениях в условиях быстрого течения рек. Животные, обитающие здесь, приспособились противостоять течению - одни из них прикреплены к камням (моллюски, личинки ручейников), другие имеют уплощенную форму тела ( личинки поденок, пиявки).

Камни с животными собирают вручную на доступной глубине. Для количественных сборов применяют рамку, ограничивающую площадь дна 0,25 м³. Выбираются все камни в пределах площади, ограниченной рамкой. Камни осторожно отделяют от грунта, так как подвижные животные быстро убегают , и помещают в таз с водой либо все сразу, если их немного, либо порциями по мере осмотра предыдущих.

Камни из таза по одному тщательно осматривают, и всех обнаруженных животных помещают в банку с формалином. Внимательно исследуются все наросты, которые могут оказаться домиками личинок ручейников или личинок хирономид. Вода из таза с подвижными животными, покинувшими камни, профильтровывается через сачок-промывалку из газа № 23. Остаток из сачка переносится в банку с формалином. Каждая банка снабжается этикеткой.

4.1.3 Использование искусственно помещенных в воду субстратов для отлова бентосных беспозвоночных

В практике гидробиологических работ все более широкое применение находит полуэкспериментальный метод установки в водоемах искусственных субстратов. Применяются деревянные пластинки, предметные стекла, полиэтиленовые плавающие плитки, хворостяные ящики, заполненные камнями и т.д. Фауна, развивающаяся на плотных субстратах, состоит из форм, живущих на поверхности субстратов и неспособных зарываться в грунт. Они образуют особый комплекс, отличающийся прикрепленными формами, строящими на субстрате неподвижные домики или обладающими другими средствами прикрепления. Среди них находят убежище и пищу ползающие и бегающие формы беспозвоночных.

По имеющимся данным, результаты, полученные с искусственных субстратов, довольно полно отражают фауну макробеспозвоночных конкретного участка водоема [12]. Достоинством метода искусственных субстратов является, прежде всего то, что субстраты могут быть установлены и извлечены не только биологами.

В качестве искусственных субстратов можно использовать куски оплавившейся пустой породы и каменноугольного шлака, материал, выбрасываемый из топок котельных, встречающихся повсеместно. Выбирают куски с гладкой поверхностью, на которой допускается наличие крупной пористости и неровности. В "рукав" длинной 25 см из безузловой полиэтиленовой ориентированной сетки, используемой для расфасовки фруктов, помещают 15 кусков субстрата размером 7х6х3 см. Концы сеточки завязывают рыболовной леской или мягкой алюминиевой проволокой.

Искусственные субстраты могут быть использованы для исследования на малых глубинах и в прибрежных участках на песчаных, песчанно-илистых, каменисто-песчанных и каменистых грунтах. Устанавливать субстраты следует в конце весны на глубину не более 0,5 м.

Наиболее оптимальным сроком нахождении субстрата в воде является 1 - 1,5 месяца. Для удовлетворительных результатов на каждой станции необходимо ставить не менее трех субстратов.

Субстрат в воде отыскивают осторожным ощупыванием ногой отмеченного на плане участка. Поднимать субстрат следует рукой, подставив под него сачок из капронового газа № 23 для того, чтобы животные не смывались водой. Потом сеточку с субстратом переносят в пластмассовое ведро, заполненное водой. Сачок промывают в ведре, а оставшихся животных выбирают пинцетом. Ведра с пробами отправляют в лабораторию.

В лаборатории сеточку разрезают. Куски субстрата обмывают сильной струей воды на двух металлических решетках, вставленных одна в другую. Прикрепившихся животных снимают пинцетом.

Сбор макробезпозвоночных с помощью искусственных субстратов можно считать не только методом качественного, но и полуколичественного сбора, так как в данном случае мы имеем дело с приблизительно однородной и разновеликой поверхностью, доступной для организмов, и одинаковым временем колонизации субстратов последними.

4.2 Фиксирование и хранение проб бентоса

Отобранных живых беспозвоночных сразу помещают в 4 - 10%-ный раствор формалина.

Формалина перед употреблением нейтрализуют, так как он имеет кислую реакцию и разрушает известковые раковины моллюсков, панцири ракообразных. Формалин для фиксации должен быть без осадка.

Для хранения бентосных проб используют широкогорлые стеклянные или полиэтиленовые банки преимущественно объемом 100, 250, 500 мл с завинчивающими крышками. Для герметизации в крышки вставляется резиновая прокладка из тонкого резинового листа толщиной 2 мм.

Консервирование животных можно проводить двумя способами. Собранный материал переносят в банки с небольшим количеством 4 - 10%-ного раствора формалина. Затем банку доливают до полного объема этим же фиксатором. Можно переносить материал в банки с некоторым количеством воды: после заполнения банки материалом добавляется вода, а для консервации - 40%-ный раствор формалина из расчета 1:9 для получения 4%-ного раствора или из расчета 1:3 для получения 10%-ного раствора формалина.