Идентификация генов – основная задача нового этапа развития генетики

Размещено на http://www.allbest.ru/

Контрольная работа

Идентификация генов - основная задача нового этапа развития генетики

Содержание

1. Эволюция представлений о гене и понятия идентификации гена

2. Основные методы идентификации генов растений

3. Позиционное клонирование (выделение) генов, маркированных мутациями

4. Идентификация генов, маркированных точковыми мутациями, методом TILLING

5. Выделение генов, маркированных делециями методом геномного вычитания

6. Выделение генов, маркированных делециями, с помощью метода Delet-a-gen

Литература

1. Эволюция представлений о гене и понятия идентификации гена

Проблема гена являлась центральной на всем протяжении существования генетики как экспериментальной науки, и представление о гене постепенно усложнялось и эволюционировало. До открытия в 1944 году в результате работ Эйвери и Мак-Леода по трансформации у бактерий роли ДНК как материального носителя наследственности и определения ее структуры основным нерешенным вопросом было физико-химическое наполнение понятия гена. Начиная с 50-х годов прошлого столетия, основные акценты в изучении гена сместились в сторону изучения структурно-функциональной организации гена. Начало нового тысячелетия ознаменовалось серьезными успехами в определении полной нуклеотидной последовательности генома целого ряда видов про- и эукариот, включая человека, дрозофилу, мышь, высшее растение Arabidopsis thaliana (www.arabidopsis.org). Сегодня завершена работа по секвенированию генома двух подвидов риса Oriza sativa (http://rgp.dna.affrc.go.jp/index.html; www.iris.irri.org8080/RFGC/), завершаются работы по секвенированию генома винограда Grape (www.ismea.it), тополя Populus trichocarpa (http//genome.jgi-psf.org/Poptr1.home.html), cои Glycine max (www.jgi.doe.gov/sequencing), люцерны Medicago trunculata (www.medicago.org/genome), лядвенца Lotus japonicus (www.kazusa.or.jp/lotus), сорго Sorghum bicolour (US Joint Genome Initiative 2006), пшеницы Triticum sp. (www.wheatgenome.org), томата Lycopersicon esculentum http://ted.bti.cornell.edu (http://sgn.cornelledu/help/about/tomato_sequencing.tml,), кукурузы Maize (http://maize.danforthcenter.org; www.maqizegenome.org), картофеля Solanum (www.potatogenome.net; www.potatogenome.org; www.cpgp.ca), пшеницы Wheat (Международный консорциум, www.wheatgenome.org), Brassica rapa (www.potatogenome.net.) сои Soybean (www.jgi.doe.gov/sequencing). Сравнение нуклеотидной последовательности геномов эукариот показал, что анализ геномов высших растений - задача значительно более сложная, чем изучение генома человека или животных. Это связано прежде всего с огромными размерами геномов высших растений, изобилующих (до 99%) некодирующей ДНК, то есть не содержащей генов. В геноме риса (Oriza sativa), размер которого составляет 420-466 млн. п. н., 42% генома представлено короткими повторами порядка 20 п.н. Для некоторых видов растений (прежде всего, лилейных) размеры генома достигают десятков и даже сотен миллиардов пар нуклеотидов. Геномы хозяйственно важных растений (кроме риса, льна и хлопка) по размерам близки к геному человека, а в ряде случаев превышают его во много раз.

В связи с успехами в определении нуклеотидной последовательности геномов центр тяжести проблемы гена сместился в сторону определения функций уже расшифрованных последовательностей ДНК генов и отдельных их частей. Современная генетика владеет огромным арсеналом экспериментальных подходов для изучения структуры и функции всех элементов генома. Однако, по мере углубления наших знаний, становится все более очевидным, что проблема гена еще далека до окончательного решения. Так, например, действующая в настоящее время программа ENCODE (The ENCODE Project Consortium 2007), задачей которой является характеристика функциональных элементов генома, завершила описание лишь 1% генома человека. В результате проведенных исследований были обнаружены сложные элементы регуляции и транскрипции, рассыпанные по геному, а также масса не аннотированных районов ДНК (не распознанных, как гены), кодирующих РНК. Результаты работы программы ENCODE, суммированные в статье Gerstein et al., 2007 (http://www.cbio.ru/modules/news/article.php?storyid=2926), убедительно свидетельствует о том, что сегодня назрела необходимость в разработке нового определения понятия «ген». Кроме того, эта и другие работы по изучению данных о нуклеотидной последовательности генома показывают, как глубока еще пропасть между нашими знаниями о нуклеотидной последовательности ДНК и ее функциях в организме. Основной задачей генетики на современном этапе развития является преодоление этой пропасти и, прежде всего, установление связи между структурной единицей генома, кодирующей молекулы функциональных продуктов (РНК или белка), и функцией этих продуктов в клетке, ткани, органе, целом организме. Решение этой задачи позволяет говорить об идентификации гена.

В качестве примеров успешной идентификации гена можно привести работы по изучению генов A. thaliana. Например, ген PINOID1 (PID1) кодирует серин-треониновую протеинкиназу (ее молекулярная функция - фосфорилирование белков в цитоплазме клетки), которая участвует в обеспечении полярного транспорта ауксина из клетки (клеточная функция - регуляция выхода ауксина из базальной части клетки в апопласт). Мутации, полностью нарушающие работу гена PID1, блокируют полярный транспорт этого гормона (функция на уровне ткани - нарушение базипетального транспорта ауксина по цветоносу) и приводят к недоразвитию цветоноса (функция на уровне растения - регуляция развития цветоноса). Ген PIN1 работает вместе с геном PID1 и имеет ту же функцию на клеточном, тканевом и организменном уровне. В то же время, его молекулярная функция - совершенно иная. Этот ген кодирует белок, который обеспечивает трансмембранный транспорт ауксина. Гомологи гена PIN1 (PIN2 - PIN8) имеют сходную молекулярную функцию, но работают в других тканях растений (большинство - в корне).

2. Основные методы идентификации генов растений

В настоящее время разработан ряд эффективно работающих методов идентификации генов растений. Большинство этих методов используются и для идентификации генов у животных. Эффективность того или другого метода зависит от степени изученности генома, наличия коллекций мутантов, полученных с помощью традиционных методов мутагенеза (химических мутагенов и радиации), от возможности получения трансгенных растений. Для генов, маркированных точковыми мутациями, протяженными делециями и инсерциями используют разные методы идентификации генов. В этом разделе рассмотрены основные принципы идентификации генов, маркированных точковыми мутациями и делециями. Теоретические и практические аспекты методов идентификации генов на основе инсерционного мутагенеза будут рассмотрены отдельно, в следующих разделах пособия.

Отметим, что генетические методы на современном этапе развития генетики принято разделять на 2 основные группы в зависимости от стратегии идентификации генов. Если исследователь идет от признака, исследуя его проявление у растения дикого типа и мутантов и изучая функцию гена на уровне организма, к изучению молекулярной функции гена и его структуры, то эту стратегию принято называть "прямой" генетикой. Этот подход, начало которому положили исследования, начатые в первом десятилетии двадцатого века в лаборатории Моргана и приведшие к выделению десятков мутантов дрозофилы, был основным в течение всего двадцатого столетия. При этом мутации, на основе изучения которых определяли функцию генов, отбирались по изменению фенотипа, и основная проблема в этом случае заключалась в идентификации генов, мутации в которых обусловливали этот измененный, мутантный фенотип.

В случае «обратной» генетики вектор исследований меняется на противоположный. Исследователь, зная нуклеотидную последовательность гена (а, значит, чаще всего, и его молекулярную функцию), экспериментально вызывает ее направленное изменение и изучает влияние этого привнесенного изменения на фенотип, что позволяет определить функцию гена на уровне организма. Методы позиционного клонирования и геномного вычитания приведенные ниже представляют собой этапы "прямых" генетических исследований по идентификации генов. Поиск генов с известной нуклеотидной последовательностью маркированных мутациями и делециями методами TILLING и DEL-a-GENE являются методами "обратной" генетики.

3. Позиционное клонирование (выделение) генов, маркированных мутациями

Для многих растений в настоящее время созданы представительные коллекции мутантов. Их исследование, обязательно включающее изучение особенностей наследования мутантного признака и его проявления на всех стадиях онтогенеза, позволяют судить о функции гена, которую он выполняет в норме, в растениях дикого типа. Поскольку точковые мутации при искусственном мутагенезе возникают с высокой частотой и часто не вызывают полной потери функции гена, можно получать разные аллели одного гена. Их изучение позволяет анализировать функциональные домены белков.

Для выделения генов, маркированных точковыми мутациями имеющими фенотипическое выражение, используют метод "прогулки по хромосоме" или позиционного клонирования. Таким образом, этот метод позволяет выделять гены, функция которых на уровне целого растения уже известна. Выделение таких генов позволяет исследовать молекулярную функцию и, таким образом, завершить задачу по идентификации гена методами "прямой" генетики.

Основой метода позиционного клонирования является молекулярное картирование интересующего гена, т.е. определение его положения (позиции) на молекулярно-генетической карте (именно поэтому метод называется позиционным клонированием). Для молекулярно-генетического картирования используют ДНК-маркеры, которые наследуются кодоминантно и характеризуются высоким уровнем полиморфизма. Картирование с использованием ДНК-маркеров, также как и картирование с применением видимых маркерных мутаций, основано на применении гибридологического метода, когда расстояние между маркерами вычисляется на основании учета частоты рекомбинации в мейозе по расщеплению в потомстве F2. или F3. Поэтому молекулярно-генетические карты являются разновидностью генетических карт, на которых расстояние между маркерами (морфологическими, белковыми, ДНК-маркерами) оценивается в сантиморганах (сМ), или морганидах. Использование ДНК-маркеров для построения молекулярно-генетической карты позволяет найти положение картированного гена на физической карте, которая строится по совокупности фрагментов ДНК, расположенных последовательно друг за другом в соответствие с их расположением на хромосоме (расстояние между фрагментами ДНК или ДНК-маркерами на физической карте оценивается в парах оснований). Чем насыщеннее генетическая карта объекта и чем теснее сцеплены ДНК-маркеры с исследуемым геном, тем легче найти положение картированного гена на физической карте, что равнозначно задаче выделения гена. Последовательные этапы метода позиционного клонирования изображены на рис. 1.

После обнаружения ДНК-маркеров, тесно сцепленных с анализируемым геном (на рис. 1 это маркеры ПДРФ1 и ПДРФ2), приступают к поиску района локализации гена на физической карте. При наличии насыщенных молекулярно-генетических и совершенных физических карт простое сравнение карт дает возможность найти клон или несколько клонов ДНК, потенциально содержащих искомый ген (рис. 1а). Для Arabidopsis thaliana, растения с одной из самых насыщенных генетических карт и полностью секвенированным геномом (т.е. с идеальной физической картой), расстоянию в 1сМ на генетической карте хромосом 2 и 4 соответствует ~180 т.п.н. Это означает, что при обнаружении сцепления с ДНК-маркерами порядка 0.1сМ можно осуществлять поиск исследуемого гена на участке физической карты разметом ~ 18 тпн, т.е. среди 3-х - 4-х генов (плотность расположения генов у этого вида примерно соответствует 1 гену на 5 тпн).

Для томатов, кукурузы, пшеницы расстоянию в 1сМ на генетической карте соответствует ~ 500, 2000 и 3500 тпн, соответственно. Поэтому у таких видов для определения пожения сцепленных с геном молекулярных маркеров на физической карте, требуется дополнительный этап, направленный на выявление клонов ДНК, потенциально содержащих искомый ген в своем составе.

Рисунок 1. Метод позиционного клонирования генов (объяснение в тексте)

На этом этапе (рис.1б) осуществляют поиск фрагментов ДНК, перекрывающих район хромосомы от маркера ПДРФ1 до ПДРФ2, с использованием двух библиотек ДНК с разными сайтами клонирования. В одной из них находят клон, гибридизующийся с ПДРФ1-маркером22 ² На практике процесс «прогулки по хромосоме» обычно начинают от обоих маркеров одновременно., а затем этот клон служит ДНК-зондом для выявления перекрывающегося клона другой библиотеки. Зондом для каждого следующего клона служит короткий концевой Р32-фрагмент ДНК предыдущего идентифицированного клона33 ³ Небольшая длина концевого фрагмента снижает вероятность присутствия в зонде повторяющихся последовательностей ДНК, которые могут гибридизоваться со многими клонами из разных участков генома.. Из этого нового клона получают затем ДНК-зонд, используемый для нахождения другого перекрывающегося клона первой библиотеки, и так до тех пор, пока не будет найден клoн, имеющий в своем составе маркер ПДРФ2. Очевидно, что в составе выявленных клонов обязательно будет содержаться и искомый ген.

На заключительном этапе осуществляют поиск последовательности искомого гена в выявленных клонах (клоне). С этой целью фрагменты ДНК из клонов (это, как правило, крупные от 100 до 800 000 тпн фрагменты, клонированные в BAC или YAC векторах), подвергают рестрикции. Полученные фрагменты включают в состав вектора, содержащего Т-ДНК область от Ti-плазмиды A. tumefaciens, и клонируют в клетках E.coli. После перенесения размноженных векторных плазмид в клетки A.tumefaciens (с помощью электропорации или других методов), осуществляют трансформацию растений (рис. 1в).

О наличии в составе фрагмента ДНК искомого гена судят по его способности функционально комплементировать мутацию, т.е. восстанавливать у мутантных растений фенотип дикого типа. Используя компьютерные базы данных, анализируют функции открытых рамок считывания, расположенных в найденном клоне ДНК. Сопоставляя полученную информацию с фенотипическими особенностями мутантов, определяют рамку считывания, соответствующую искомому гену. Дополнительным подтверждением выделения искомого гена может служить анализ нуклеотидной последовательности у нескольких мутантов по данному гену. У всех мутантов должны обнаруживаться определенные изменения последовательности нуклеотидов в исследуемом гене, способные вызвать нарушение его функции.

4. Идентификация генов, маркированных точковыми мутациями, методом TILLING

Точковые мутации открывают возможности и для изучения генов методами "обратной" генетики. Главное достоинство точковых мутаций - их высокая частота. Так, например для A.thaliana подсчитано, что для нахождения с вероятностью 99% мутации в гене размером 1 т.п.н. требуется: на основе инсерционого мутагенеза - 550 000 линий, на основе делеционных мутантов - 130 397 линий, а на основе химического мутагенеза с использованием ЭМС - всего 4 000 -10 000 индивидуальных семей М2 поколения).

Суть метода TILLING заключается в получении мутаций в интересующем исследователя гене с известной нуклеотидной последовательностью. На первом этапе после обработки мутагеном семян (у растений чаще всего используется этилметансульфонат, действие которого на ДНК высоко специфично и заключается в индукции транзиций ГЦ?АТ) получают популяцию растений М2, из которых выделяют ДНК и проводят индивидуальный сбор семян М3. После объединения в небольшие пулы (ДНК с 3-8 растений М2), ДНК используется для проведения ПЦР со специфическими праймерами (рис. 2).

На втором этапе среди продуктов ПЦР, полученных от разных пулов растений М2, осуществляется поиск тех, которые несут точковые мутации. Выявление мутаций основано на формировании гетеродуплексов у гетерозигот по мутации и осуществляется с помощью одного из двух способов (рис. 2):

(1) С помощью денатурирующей высокоразрешающей жидкостной хроматографии (dHPLC) продуктов ПЦР. Продукты ПЦР размером не более 1000 п.н. денатурируют при 95°C 3 мин, а затем ренатурируют, понижая температуру до 65°C в течение 30 мин. Продукты ПЦР, содержащие гетеродуплексы (мутационные изменения нуклеотидной последовательности в одной из нитей ДНК), быстрее денатурируются и медленнее ренатурируются за счет присутствия неспаренных оснований, и следовательно, могут быть выявлены по появлению дополнительных пиков на хроматографических профилях.

Рисунок 2. Схема получения семян М2 и создания пулов ДНК для работы методом TILLING

(2) Мутации, вызывающие неправильное спаривание оснований (mismatch), можно выявить и с помощью эндонуклеазы сельдерея CEL1, которая распознает неправильно спаренные основания всех типов. Рестрикции подвергают амплифицированные фрагменты ДНК. Для амплификации используют пары специфических праймеров, причем праймеры в прямой ориентации включают флуорецирующую метку 6 - FAM (6-carboxyfluorescein), придающую синюю окраску нити ДНК, а праймеры в обратной ориентации включают другую метку - ТЕТ (4,7,2,7-tetrachloro-6-carboxyfluorescein), окращивающую нить ДНК в зеленый цвет. Амплифицированные продукты инкубируют с эндонуклеазой CEL1, которая разрезает гетеродуплексную ДНК в местах неправильно спаренных оснований с 3?-конца при pH от 6 до 9.

Продукты рестрикции можно выявить с помощью денатурирующего электрофореза в акриламидном геле с высоким разрешением. Различия в окраске концов двойных нитей ДНК позволяют легко визуально отличить комплементарные нити от амплифицированных артефактов (рис. 3).

Поскольку размер одного пула может составлять смесь ДНК от 8 растений М2, то при наличии большой электрофоретической камеры, например с 96 дорожками, можно одномоментно анализировать на наличие мутации популяцию М2, состоящую из 768 растений. После выявления продуктов ПЦР, содержащих гетеродуплексы, можно найти исходные растения М2, содержащие мутации, и в их семенном потомстве провести анализ фенотипических изменений, необходимый для установлении функции гена на уровне организма.

В настоящее время для модельных растительных объектов (арабидопсиса, люцерны, риса) созданы специальные научные консорциумы, которые осуществляют широкомасштабные эксперименты по химическому мутагенезу, направленные на получение индуцированных мутаций по всем генам этих видов. В рамках этих проектов предоставляются и платные услуги по выявлению индуцированных этилметансульфонатом мутаций в любом интересующем исследователя гене этих видов растений. После оформления заказа, консорциум проводит анализ 3000 растений М2 на наличие мутаций в данном районе гена и предоставляет заказчику семена растений, содержащих мутацию в интересующем гене. Исследование фенотипа мутантов позволяет исследовать функцию гена на уровне целого растения, т.е. завершить выполнение задачи по идентификации гена.

Рисунок 3. Выявление мутаций с помощью эндонуклеазы CEL1. Показаны основные этапы метода TILLING: амплификация пула ДНК со специфическими праймерами к исследуемому гену, рестрикция продуктов ПЦР эндонуклеазой CEL1 и анализ продуктов рестрикции с помощью электрофореза геле (из http://tilling.fhcrc.org: 9366)

Метод TILLING используется в настоящее время не только для идентификации генов у разных видов растений (A. thaliana, люцерна, лядвенец, рис, пшеница и др.), но и у модельных видов животных (зебровая рыбка, лягушка, мышь и др.).

5. Выделение генов, маркированных делециями методом геномного вычитания

Делеции также используют для идентификации генов. Если делеции вызывают четкие фенотипические изменения, позволяющие судить о функции гена на уровне растения, то выделение гена и анализ его молекулярной функции можно осуществить методом геномного вычитания. Данный метод (его называют также методом избирательной или отрицательной гибридизации) впервые применен у растений в 1992 г. при выделении гена A. thaliana GA1, кодирующего один из ферментов биосинтеза гиббереллина. Для геномного вычитания используют мутанты с выраженным фенотипом, которые получают при помощи быстрых нейтронов. По разным оценкам от 33 до 75% мутаций, индуцированных быстрыми нейтронами, вызваны протяженными делециями (>5 тпн). Поэтому для выделения гена в экспериментах по геномному вычитанию можно использовать 4-5 индуцированных нейтронами мутаций по интересующему гену (аллельных мутаций) без предварительного трудоемкого генетического анализа мутантов на наличие у них делеций.

Суть метода геномного вычитания заключается в гибридизации ДНК из растений дикого типа с ДНК из делеционных мутантов и выделении тех фрагментов ДНК дикого типа, которые не будут гибридизоваться с мутантной ДНК. Очевидно, что эти фрагменты, получившиеся в результате "вычитания" из геномной ДНК дикого типа ДНК делеционного мутанта, будут соответствовать району делеции.



Рисунок 4. Схема выделения генов методом геномного вычитания. В ДНК мутанта делетирован район «В», поэтому фрагмент ДНК из растений дикого типа, соответствующий району «В», не способен гибридизоваться с меченой биотином ДНК мутанта. После пропускания гибридизационной смеси через колонку с покрытыми авидином гранулами в растворе остаются лишь фрагменты ДНК из растений дикого типа, соответствующие району делеции (фрагменты В).

Последовательные этапы метода геномного вычитания изображены на рис. 4. Геномную ДНК мутанта фрагментируют ультразвуковой обработкой и после меченья биотином гибридизуют с избытком обработанной рестрикционной эндонуклеазой ДНК из растений дикого типа. Фрагменты, которые не прогибридизовались с ДНК мутанта, соответствуют району делеции. Эти фрагменты не содержат биотиновой метки, поэтому их выделяют, пропустив смесь через колонку с гранулами, покрытыми авидином. Авидин, образуя прочные комплексы с биотином, связывает все меченые фрагменты, в том числе и гибридные. В растворе остаются только не меченые фрагменты ДНК, соответствующие району делеции. После их выделения и амплификации, их клонируют и используют в качестве проб для поиска полноразмерной копии гена в библиотеках ДНК из растений дикого типа.

Этап клонирования не является обязательным, поскольку в качестве пробы для скрининга библиотек можно использовать и меченые продукты ПЦР. Для видов с полностью или частично секвенированными геномами вместо скрининга библиотек для обнаружения полноразмерных копий гена можно использовать компьютерный анализ. Для его проведения достаточно определить последовательность нуклеотидов амплифицированного фрагмента растительной ДНК и с помощью программ BLASTA или FASTA осуществить поиск в секвенированном геноме растения гомологичных последовательностей ДНК, а, следовательно, и исследуемого гена. Исследование структуры гена позволяет выяснить молекулярную функцию гена и, таким образом, завершить идентификацию гена, маркированного делецией.

6. Выделение генов, маркированных делециями, с помощью метода Delet-a-gen

Метод Delet-a-gen, так же как метод TILLING, относится к методам «обратной» генетики, поскольку направлен на поиск делеций в генах с известной нуклеотидной последовательностью. Семена растений дикого типа облучают быстрыми нейтронами, проращивают и получают растения М1, с которых индивидуально собирают семена М2. Из 10 проростков индивидуальной семьи М2 выделяют ДНК, после чего берутся аликвоты из разных семей и составляются пулы ДНК. Самый малочисленный пул составляется из аликвот ДНК от 18 семей, второй пул состоит из 36 семей, суперпул из 288, и мегапул из 2592 семей. Пулы ДНК используют для проведения ПЦР с парой специфических праймеров по фланкирующим последовательностям целевого гена. О присутствии делеции в гене судят по появлению продуктов ПЦР меньшего размера, чем у дикого типа. С помощью подбора условий ПЦР (сокращение времени элонгации) добиваются преимущественной амплификации делетированной (укороченной) копии гена, что позволяет выявлять делеции среди мегапулов ДНК, в которых содержание ДНК от растений, не несущих делецию, в тысячу раз выше, чем от делеционных мутантов.

После выявления делеции в мегапуле, проводят анализ суперпулов и пулов, что в конечном счете позволяет найти исходные растения М2 с делецией, исследовать фенотипы потомков и функцию гена на уровне растения.

ген клонирование мутация

Литература

1. Гапеева Т.А., Огаркова О.А., Тарасов В.А., Волотовский И.Д. 2005. Новые вектора для трансформации двудольных растений // Генетика. 31, 8: 1085 - 1091.

2. Дрейпер Дж., Скотт Р., Армитидж Ф., и др. 2011. Генная инженерия растений: Лабораторное руководство // М.: Мир. 408 c.

3. Лутова Л.А., Павлова З.Б., Иванова М.М. 2008. Агробактериальная трансформация как способ изменения гормонального метаболизма у высших растений // Генетика. 34, 2: 165-182.

4. Маниатис Т., Фрич Э., Сэмбрук Дж. 1984. Молекулярное клонирование // М.: Мир. 479 с.

5. Огаркова О.А., Хадеева Н.В., Гордон Н.Ю., Гапеева Т.А., Тарасов В.А. 2007. Инсерционный мутагенез Arabidopsis thaliana: получение морфологических мутантов // Генетика. 33, 2: 223-228.

6. Пирузян Э.С. 1988. Основы генетической инженерии растений // М.: Наука. 303 с.

7. Рыбчин В.Н. 2009. Основы генетической инженерии // С.-П.: СПбГТУ. С. 1081-1087.

8. Филипенко Е.А., Филипенко М.Л., Мурашева С.В., Дейнеко Е.В., Загорская А.А., Сидорчук Ю.В. 2000. Анализ сайтов встраивания Т-ДНК у трансгенных растений табака с мутантным фенотипом // Докл. Акад. Наук. 370: 273-276.

9. Чумаков М.И. 2011. Механизм агробактериальной трансформации // Саратов: Слово. 256 с.

10. An G., Watson B.D., Chiang C.C. 1986. Transformation of tobacco, tomato, potato and Arabidopsis thaliana using a binary Ti-vector system // Plant Physiol. 81, 1: 301-305.

11. Aufrsatz W., Mette M.F., van der Winder J., Matzke A., Matske M. 2002. RNA-directed DNA methylation in Arabidopsis // Proc. Natl Acad Sci USA. 99: 16, 499-16,506.

12. Azpiroz-Leehan R., Feldmann K.A. 1997. T-DNA mutagenesis in Arabidopsis: going back and forth // Trends in Genet. 13, 4: 152-156.

13. Bartel D.P. 2004. MicroRNAs: genomics, biogenesis, mechanism, fnd function // Cell. 116. 281-297.

14. Bechtold N., Ellis J., Pelletier G. 2003. In planta Agrobacterium- mediated gene transfer by infiltration of adult Arabidopsis thaliana plants // Life sciences. 316: 1194 - 1199.

15. Beclin C., Boutet S., Waterhouse P., Vaucheret H. 2012. A branched pathway for transegene-induced RNA silencing in plants // Curr. Biol. 12: 684-688.

16. Bernstein E., Caudy A.A., Hammond S.M., Hannon G.J. 2001.Pole for a bidentate ribonuclease in the initiation step of RNA interference // Nature. 409: 363-366.

17. Birchler J.A., Pal Bhadra M., Bhadra U. 2010. Making noise about silence : repression of repeated genes in animals. // Curr Opin Genet Dev. 10: 211-216.

18. Blackwood E.M., Kadonaga J.T. 2008. Going the distance: a current view of enhancer action // Science. 281: 61-63.

19. Bouchez D., Hofte H. 1998. Functional genomics in plants // Plant Physiol. 118: 725-732.

20. Brunaud V., Balzergue S., Dubreucq B., Aubourg S., Samson F., Chauvin S., Bechtold N., Cruaud C., DeRose R., Pelletier G., Lepiniec L., Caboche M., Lecharny A. 2002. T-DNA integration into the Arabidopsis genome depends on sequences of pre-insertion sites // EMBO Reports. 3, 12: 1152-1157.

Размещено на Allbest.ru