Активность нейтральных протеаз в тканях животных при зимней спячке и гипотермии

В больших полушариях головного мозга суслика активность фермента у неспавших зимой и пробуждающихся после спячки, не отличается, хотя эта температура соответствует температуре тела пробуждающегося суслика (для них она «истинная»).

Таблица 5 Активность глицилглицин-дипептидазы в тканях суслика в мкмоль глицина на мг белка за 30 минут инкубации (n=4-5)

Состояние животных	Температура инкубации ткани
	10?С	37?С
Неспавшие зимой	Большие полушария
	5.8±0.57	8.5±0.62 Р1<0.01
Пробуждающиеся после спячки (tт? =10°С)	5.2±0.25	6.9±0.5
Неспавшие зимой	печень
	4.2±0.20	17.3±0.75 Р1<0.001
Пробуждающиеся после спячки (tт? =10°С)	6.5±0.50	7.8±0.45 Р2<0.001

Р1 - значение достоверно относительно инкубации 10?С

Р2 - значение достоверно относительно неспавших сусликов (инкубация 37?С)

«Оптимальная» активность глицилглицин-дипептидазы, измеренная при 37?С отличается незначительно в обеих сериях исследования (у неспавших сусликов она выше на 23%, но р>0.05). У сусликов пробуждающихся после спячки разница между «оптимальной» и «истинной» активностью фермента составляет 38%, а у неспавших - 45%.

Таким образом, активность глицилглицин-дипептидазы в больших полушариях головного мозга не зависит от температуры инкубации как у сусликов переживших зиму в тепле и на пищевом рационе и не уснувших, так и у тех, которые просыпались после зимней спячки, и температура тела на момент исследования была 10?С.

Низкую активность данного фермента в мозгу пробуждающихся сусликов можно объяснить тем, что в физиологическом состоянии, видимо, потребность в потенциально тормозном медиаторе предельно низка, поскольку глицин может препятствовать выходу животных из спячки. Однако, определенный уровень глицина в тканях уже необходим, так как глицин является источником синтеза очень важных для организма биоорганических молекул.

В печеночной ткани полученные результаты активности глицилглицин-дипептидазы для обеих групп животных отличаются. У пробуждающихся сусликов «истинная» и «оптимальная» активность (при 37?С) отличаются лишь на 21% (р>0.05). Также как и в мозгу, здесь не соблюдается температурная зависимость дипептидазной активности. У неспавших животных тем пературная зависимость активности глицилглицин-дипептидазы в печени при 37?С выше, чем при 10?С в 4.3 раза.

Сравнение «истинной» и «оптимальной» активности глицилглицин-дипептидазы обеих групп животных показало, что в печени пробуждающихся сусликов «истинная» активность выше на 61.5%, а «оптимальная» активность в 2.2 раза ниже, чем у неспавших сусликов.

Высокую активность глицилглицин-дипептидазы в печени при 37?С можно объяснить высокой скоростью обновления белков в этом органе. Кроме того, глицин, образующийся из дипептида, включается во множество метаболических циклов происходящих в печени. Вступая во взаимодействие с определенными веществами, эта аминокислота становится строительным материалом для выработки протеинов, ферментов, гормонов, а также иных, необходимых для организма, веществ (Gusev et al., 2000). Глицин является «сырьем» для образования порфиринов и пуринов в организме, связывает низкомолекулярные токсические продукты (альдегиды, кетоны) (Лаврецкая, 1985).

3.6 Температурная зависимость активности нейтральных протеаз

печени сусликов при зимней спячке и в ходе индуцированного

пробуждения

Температура влияет не только на константы скоростей биохимических реакций, но часто вызывает также существенный сдвиг их равновесия. Это касается в особенности тех реакций, в которых происходит обратимое образование нековалентных («слабых») связей (Yong, Sladen, 1996).

При той или иной температуре лишь небольшая доля всех молекул обладает достаточной энергией, чтобы вступить в реакцию, и повышение температуры приводит к существенному увеличению этой доли. Энергия реакционноспособных молекул должна быть равна или больше некоторой минимальной энергии активации для данной реакции (Хочачко, Сомеро, 1988).

Причиной низкой скорости большинства органических реакций является высокий энергетический барьер, который должны преодолеть молекулы прежде, чем вступить в реакцию. Наиболее высокая точка энергетической кривой обычно соответствует энергетически неблагоприятному переходному состоянию. Фермент снижает энергию активации и направляет реакцию по другому пути (Кольман, Рем, 2004).

Таким образом, взаимоотношения между скоростью реакции, сдвигом температуры и энергией активацией можно считать одним из важнейших способов адаптации к температуре. В связи с этим нами исследована температурная зависимость активности нейтральных протеаз в печени сусликов бодрствующих, при зимней спячке и на этапах индуцированного пробуждения после двухмесячной спячки (табл.6). Для исследования температурной зависимости активности ферментов выбрана печень в связи с тем, что в этом органе активность нейтральных протеаз максимальна, и при низких температурах инкубации полученные данные в отличие от значений в мозгу не являяются отрацательными.

У бодрствующих сусликов (независимо от сезона года - лето, осень), температурная зависимость активности нейтральных протеаз печени в Аррениусовских координатах представлена прямой и имеет энергию активации (Ea) 26.8 кДж/моль (рис. 17).

Таблица 6 Температурная зависимость активности нейтральных протеаз печени (мкмоль тирозина/г влажной ткани) сусликов (n=4-5)

Состояние животных	Температура инкубации:
	10?С	20?С	30?С	37?С	40?С
Бодрствующие (июль) нормотермия 38°С	1.5±0.01	2.3±0.1	2.7±0.2	3.3±0.5	3.5±0.4
Бодрствующие (сентябрь) нормотермия 38°С	7.2±0.5	8.5±0.5	12.3±0.4	13.2±0.9	14.4±0.9
1 месяц спячки tт? =5-8°С	2.3±0.1	4.4±0.4	5.5±0.3	6.9±0.3	7.3±0.4
2 месяц спячки tт? =3-4°С	1.6±0.3	2.5±0.1	6.7±0.2	11.5±0.5	16.7±0.9
3 месяц спячки tт? =5-8°С	6.4±0.1	8.9±0.5	15.8±1.0	17.4±1.2	20.4±1.2
2 месяц спячки, самосогревание 10?С	1.1±0.4	5.5±0.6	11.0±0.6	12.2±0.5	14.6±1.0
2 месяц спячки, самосогревание 20?С	4.8±0.1	7.4±0.5	15.1±1.0	18.8±1.3	20.4±2.0
2 месяц спячки, самосогревание 25?С	4.3±0.1	11.2±0.6	15.8±0.6	18.3±0.4	21.4±0.9
2 месяц спячки, самосогревание 30?С	3.8±0.3	7.5±0.5	13.3±1.0	16.4±0.8	18.9±1.0
2 месяц спячки, самосогревание 37?С	7.8±0.5	19.5±0.5	17.1±0.5	21.6±0.5	22.0±0.9

Рис. 17. Температурная зависимость активности нейтральных протеаз печени бодрствующих сусликов.

Рис. 18. Температурная зависимость активности нейтральных протеаз печени сусликов в динамике зимней спячки.

Сравнение Аррениусовских кривых нейтральных протеаз в печени крыс при глубокой спячке выявило, что независимо от длительности гибернации (1 и 2 месяца) наблюдается излом при 20?С, а энергии активации выше и ниже точки излома меняются и соответственно равны: после 1-го месяца спячки: 21 и 28.7 кДж/моль, а после 2-го месяца спячки: 66.9 и 34.4 кДж/моль.

К концу 3-го месяца спячки температурная зависимость активности нейтральных протеаз печени суслика представлена прямой с Еа= 32.5 кДж/моль.

Обращает на себя внимание тот факт, что энергия активации после 2го месяца спячки увеличивается как выше, так и ниже точки «перелома», что свидетельствует об увеличении температурной зависимости фермента.

После 2-ого месяца мы исследовали активности нейтральных протеаз печени суслика на этапах самосогревания после индуцированного пробуждени.

Температурная зависимость общей активности нейтральных протеаз, выраженная в Аррениусовских координатах, при температуре тела 10?С имеет излом при 30?С: Еа выше точки излома составляет 23.9 кДж/моль, ниже - 86 кДж/моль (рис. 19).

При повышении температуры тела суслика до 25?С точка излома соответствует 20?С. При этом выше точки излома Еа=21 кДж/моль, ниже - 84 кДж/моль (рис. 21).

Графики температурной зависимости активности нейтральных протеаз при температуре тела животного 20?С, 30?С и 37?С имеют прямую с энергией активации 44, 59.3 и 38.2 кДж/моль, соответственно (рис. 20, 22, 23).

Рис. 19. Температурная зависимость общей активности нейтральных протеаз печени сусликов после 2-го месяца спячки и дальнейшего самосогревания до 10?С.

Рис. 20. Температурная зависимость общей активности нейтральных протеаз печени сусликов после 2-го месяца спячки и дальнейшего самосогревания до 20?С.

Рис. 21. Температурная зависимость общей активности нейтральных протеаз печени сусликов после 2-го месяца спячки и дальнейшего самосогревания до 25?С.

Рис. 22. Температурная зависимость общей активности нейтральных протеаз печени сусликов после 2-го месяца спячки и дальнейшего самосогревания до 30?С.

Рис. 23. Температурная зависимость общей активности нейтральных протеаз печени сусликов после 2-го месяца спячки и дальнейшего самосогревания до 37?С.

Кроме того, обращает на себя внимание тот факт, что характер Аррениусовских кривых у сусликов бодрствующих (лето и осень), после 3-го месяца зимней спячки (t°=5-8°С), а также при самосогревании до 20°С, 30°С и 37°С, после индуцированного пробуждения, имеет общую закономерность. После1-го и 2-го месяцев зимней спячки (когда температура тела максимально снижена до -3-4°С) и на этапах последующего самосогревания (10°С, 25°С), резко меняется характер и наклон Арениусовских кривых. Это может свидетельствовать как о конформационных изменениях в молекуле белка, так и в его микроокружении. Можно предположить, что в первом случае не изменяется характер молекул фермента, а меняется лишь их число (к 3-му месяцу их число увеличивается).

Липидному составу мембран отводится важная роль в устойчивости организма млекопитающих к действию низких температур (Коломийцева и др., 2003). Имеются данные, что при зимней спячке у млекопитающих увеличивается содержание ненасыщенных жирных кислот в фосфолипидах различных органов и тканей. Вязкость липидов биологических мембран регулируется рядом параметров, из которых важная роль принадлежит концентрации холестерина.

Таким образом, учитывая, что при активации кальпаинов происходит транслокация ферментов к мембране (Cuervo, Dice, 1998), то их функционирование, как и других ферментов, связанных с мембраной, сильно зависит от локальной вязкости микроокружения и изломы на Аррениусовских кривых, возможно, вызваны фазовыми переходами мембранных липидов. Как мы видим, из приведенных рисунков, при определенной «переломной» температуре наклон кривой Аррениуса резко меняется, соответственно, меняется и энергия активации.

В основе всех этих температурных изменений параметров активации и смещений точек излома, вероятно, лежит тот факт, что ферментный белок «подвижен», т.е. имеет возможность изменять свою конформацию и перемещаться к мембране во время катализа (Хочачка, Сомеро, 1988).

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Весьма своеобразным и интересным приспособлением млекопитающих для переживания неблагоприятных условий является зимняя спячка. (Kortner, Geiser, 2000). Уменьшение температуры тела при зимней спячке может колебаться в очень широких пределах. Температура тела гибернирующих сусликов поддерживается на несколько градусов выше температуры окружающей среды (Carey et al., 2003). При этом биохимические процессы, работа органов и систем организма гибернантов не тормозятся, а перестраиваются так, что даже при очень низкой температуре тела поддерживается определенный гомеостаз (Карманова, 1995). Существенную роль в приспособлении клеток гетеротермных животных к функционированию в различных температурных условиях может играть процесс синтеза новых, или модификация структуры и функции имеющихся в клетке белков. Особенности регуляции метаболизма у зимнеспящих связаны с повышением регуляторной нагрузки продуктов деградаций белков - пептидов, аминокислот, мочевины. (Горошинская и др., 1987). Значительную роль при адаптации клеточного метаболизма к изменяющимся условиям окружающей среды и осуществлении защитных функций организма играют протеолитические ферменты.

Результаты наших исследований показали, что у сусликов в состоянии бодрствования и в динамике зимней спячки максимальная активность нейтральных протеаз наблюдается в печени. Такая высокая активность нейтральных протеаз, видимо, обусловлена функциональными и структурными особенностями печени.

В динамике зимней спячки наблюдается следующая закономерность в изменении общей активности нейтральных протеаз в тканях сусликов: у бодрствующих животных (в сентябре) активность ферментов повышается относительно бодрствующих в июле (в сердечной мышце и сыворотке крови повышение достоверно); перед спячкой активность нейтральных протеаз постепенно снижается, за исключением сердечной мышцы и сыворотки крови (в октябре общая активность нейтральных протеаз в сыворотке крови выше относительно бодрствующих животных в сентябре на 31%). В 1-ый месяц спячки общая активность нейтральных протеаз во всех исследуемых тканях минимальна, в мозгу, она нулевая.

В состоянии гибернации резко замедляются метаболические процессы, в том числе и синтез белка (Жегунов и др., 1993; Storey, 2004). По данным Фрерихс с сотр. (Frerichs et al., 1998) скорость синтеза белков в мозге сусликов при гибернации составляет всего 0.04% от его уровня у активных животных. Интенсивность синтеза белков при этом снижается не только за счет уменьшения скорости этого процесса, но и за счет полного прекращения синтеза некоторых индивидуальных белков (Storey, 2004). Считают, что снижение интенсивности белкового синтеза при гибернации связано с необходимостью экономить энергетические ресурсы, когда уменьшается скорость кровотока, содержание субстратов и потребление кислорода (Frerichs et al., 1998; Storey, 2004).

По мере приближения выхода из спячки активность начинает увеличиваться и достигает максимума в марте, перед пробуждением (повышение в мозгу, печени и сердечной мышце составляет 82, 83 и 296%, соответственно, относительно активности бодрствующих сусликов в июле).

Выход из спячки готовится заранее. Еще в состоянии оцепенения в нейронах гиппокампа активным образом идет синтез, накопление и выход в цитоплазму РНК. Резко повышается синтез белка (Гордон и др., 1987).

Интенсификацию синтеза белка в тканях пробужающихся сусликов можно связать с общей для всех клеток необходимостью восполнения потерянных и измененнных во время зимней спячки функциональных и структурных белков или же замены части энзимов на специфические изоформы, необходимые при данной температуре (Жегунов, Микулинский, 1987).

В процессе пробуждения от гибернации в организме происходят весьма сложные биохимические изменения, которые приводят к значительному росту протеолитических ферментов при повышении температуры тела.

При индуцированном пробуждении общая активность нейтральных протеаз тканей суслика по мере повышения температуры тела до 37°С повышалась относительно торпидного состояния (t°=3-4°С) (в мозгу активность повышается в 7 раз, в печени - на 88%, а в сердечной мышце - на 15%). Достоверных различий в активности нейтральных протеаз в тканях сусликов от 20 до 30°С нет.

Характер Аррениусовских кривых температурной зависимости активности нейтральных протеаз бодрствующих сусликов (лето и осень) и после 1-го и 3-го месяцев спячки (t°=5-8°С) имеет слабо выраженную температурную зависимость, что может говорить об изменении числа молекул фермента. После 2-го месяца спячки (когда температура тела максимально снижена - 3-4°С) и на этапах последующего самосогревания, резко меняется характер и наклон Аррениусовских кривых. Это может свидетельствовать о конформационных изменениях в молекуле фермента и его микроокружения. При определенной «переломной» температуре наклон кривой Аррениуса (эта кривая связывает логарифм скорости реакции с абсолютной температурой) резко меняется, что, возможно, вызвано фазовыми переходами мембранных липидов. Вязкость липидов биологических мембран регулируется рядом параметров, из которых важная роль принадлежит концентрации холестерина. Состояние спячки характеризуется резким падением количества холестерина (ХЛ) и общих фосфолипидов (ФЛ), падением величины молярного отношения ХЛ/ФЛ, уменьшением количества фосфотидилхолина и лизофофатидилхолина (Коломийцева и др., 2003).

У гипотермированных животных, как и у животных, впадающих в зимнюю спячку, скорость метаболизма снижается по мере снижения температуры тела (Kataoka, Yanase, 1998). Гипотермия вызывает существенные изменения внутриклеточных структур и активности ферментных систем. Выраженность этих изменений находится в прямой зависимости от глубины гипотермии. Изменения, вызываемые гипотермией, обнаруживаются во всех изучаемых органах. Вместе с тем установлено, что различные органы по-разному реагируют на глубину и скорость охлаждения, т.е. в зависимости от конечной цели для каждого органа должен быть определен свой «оптимум» охлаждения.

При умеренной, кратковременной гипотермии 30-33°С активность нейтральных протеаз снижается в сердечной мышце в 2 раза (на 57%), в печени на 21%, в мозгу на 28%, в сыворотке крови на 23%, однако достоверно снижение только в сердце и печени.

Учитывая кратковременность воздействия и общую реакцию всех тканей на умеренную гипотермию, нами проведена серия по кратковременному воздействию гипертермии (42°С). При этом направленность и выраженность изменений общей активности нейтральных протеаз при умеренной гипотермии 30-33°С и гипертермии 42°С - совпадают, только в печени она снижена более, чем в 2 раза.

Таким образом, можно полагать, что наблюдаемые изменения общей активности нейтральных протеаз как при кратковременном снижении температуры тела, так и его повышении являются результатом неспецифической реакции на стресс.

Влияние температурного фактора, видимо, сказывается при более длительном воздействии - глубоком охлаждении до 18-20°С. Как видно из табл. 3 и рис. 9, при глубокой гипотермии наблюдается более чем в 2 раза снижение общей активности нейтральных протеаз в мозгу, в крови снижение тоже достоверно, в отличие от умеренной гипотермии.

Гипотермия оказывает влияние на все органы, системы органов и ткани животных, а степень воздействия зависит от глубины и длительности охлаждения. (Sessler, 1997). Глубокая гипотермия защищает головной и спинной мозг от гипоксии за счет снижения уровня метаболизма (Bashet, Guilmet, 2002). В последнее время доказано, что это свойство проявляется и при умеренной гипотермии, т.е. при снижении температуры тела на 1-3°С, что может быть использовано во время нейрохирургических и сосудистых операций (Sakurai et al., 2005).

В компенсации температурных сдвигов метаболизма при гипотермических состояниях на первое место выступают адаптивные изменения каталитической активности ферментов. У строгих гомойотеров температуры тела в норме поддерживается на определенном уровне, физико-химические свойства ферментов соответствуют этому температурному уровню (38±4°С). Существенным признаком адаптивности изменений их активности является способность поддерживать функционально необходимую величину интенсивности определенных метаболических реакций при более низких температурах (Демин и др., 1988).

Анализ научной литературы показывает, что при гипотермии обновление белков тормозится несравненно резче, чем обновление веществ имеющих энергетическое значение. Так, при понижении температуры тела на каждые 10°С скорость обновляемости белков мозга снижается примерно на 62% (Mortensen, Dale, 1995).

Можно утверждать, что полученные при глубокой гипотермии результаты связаны с температурным фактором, так как нахождение животных в холодовой камере в течение 1 часа (иммобилизационный стресс), не влияет на общую активность нейтральных протеаз в тканях по сравнению с контролем, за исключением печени, в которой активность ферментов снижена на 27%. Оказалось, что именно сердце и печень наиболее чувствительны к стрессам: сердце к кратковременным, а печень - и к кратковременным, и к более длительным.

Главной причиной стрессорного повреждения сердца является неадекватно сильная и стойкая активация симпатоадреналовой системы. При действии на организм экстремальных факторов происходит возбуждение высших вегетативных центров, детерминирующих активацию этой системы (Панин, 1983).

Стимуляция б- и в-адренорецепторов способствует избыточному поступлению в кардиомицеты ионов кальция и усилению биосинтеза цАМФ.

Эти внутриклеточные мессенджеры обеспечивают реализацию так называемой липидной триады, состоящей из активации ПОЛ, фосфолипаз и свободных жирных кислот, оказывающих детергентное действие на клеточные мембраны (Лишманов и др., 1997).

При пролонгировании глубокой гипотермии наблюдается значительное повышение общей активности нейтральных протеаз, что, возможно, коррелирует с накоплением ионов Са2+ и, соответственно, повышением активности Са2+ - зависимой нейтральной протеазы. Для проверки этой гипотезы нами исследована Са2+ - зависимая активность нейтральных протеаз ферментов кальпаиновой системы, при тех же экспериментальных условиях. В данном случае также происходит максимальное снижение активности фермента во всех исследуемых тканях и сыворотке крови при глубокой гипотермии 18-20°С, относительно контроля и повышение активности кальпаина при пролонгировании глубокой гипотермии в течении 2-х часов, относительно предыдущего этапа охлаждения, за исключением сыворотки крови, в которой между различными температурными воздействиями нет достоверных различий. Возможно, это обусловлено тем, что содержание Са2+ в крови считается наиболее постоянной величиной среди биохимических параметров.

Учитывая тесную взаимосвязь нейтральных протеаз с регуляторными пептидами и, в частности - с энкефалинами, можно предположить, что изменение общей активности нейтральных протеаз, при различных физиологических состояниях (зимней спячке и гипотермии), является неотъемлемой частью биологического действия этих пептидов, в определенной степени объясняющей индивидуальные особенности их физиологических свойств в организме.

ВЫВОДЫ

1. Общая активность нейтральных протеаз бодрствующих сусликов, осенью, повышается в мозгу, печени и сердечной мышце. К началу спячки активность ферментов в исследуемых тканях снижается и достигает своего минимума к 1-му месяцу гибернации (в мозгу она в этот период отсутствует). После 1-го месяца спячки активность ферментов в тканях начинает увеличиваться и к моменту выхода из спячки максимально повышается относительно бодрствующих и спящих сусликов.

2. Индуцированное пробуждение в середине баута 2-го месяца спячки приводит к различным изменениям общей активности нейтральных протеаз в тканях сусликов: в мозгу уже при температуре тела 10°С происходит достоверное повышение активности ферментов в 4 раза, а в печени и сердце изменений нет. Дальнейшее самосогревание сусликов до 20°С повышает активность ферментов в мозгу в 6 раз, в печени - на 60%, а в сердце - на 27%. При температурах тела 20, 25 и 30°С общая активность нейтральных протеаз как в мозгу, так и в печени и сердце находится на одном уровне. Достижение температуры тела 37°С повышает активность ферментов в мозгу в 8 раз, а в печени - в 1.8 раз по сравнению с торпидным состоянием. В сердечной мышце на всем протяжении самосогревания от 3-4°С до 37°С отмечается лишь незначительное повышение общей активности нейтральных протеаз.

3. Умеренная гипотермия крыс (30-33?С) приводит к снижению общей протеолитической активности нейтральных протеаз в мозгу, печени и сердечной мышце, наибольшее снижение (в 2.3 раза) в сердечной мышце. Глубокая гипотермия (18-20?С) приводит к дальнейшему снижению активности ферментов во всех тканях, кроме сердца, где активность фермента осталась на уровне умеренной гипотермии. Пролонгирование глубокой гипотермии в течение 2-х часов вызывает многократное повышение активности ферментов относительно глубокой гипотермии: в мозгу - в 4.5 раза, в сердце - в 4 раза, а в печени и сыворотке крови - в 2 раза. Отмечено двукратное повышение активности нейтральных протеаз относительно контроля во всех тканях, за исключением печени, где она не достигает уровня контроля.

4. Температурная зависимость автолитической активности нейтральных протеаз после трехчасовой умеренной гипотермии имеет тканевую специфичность.

5. Активность ферментов кальпаиновой системы мозга, печени и сердечной мышцы крыс при умеренной (30-33?С) и глубокой (18-20?С) гипотермии соответствует изменениям общей активности нейтральных протеаз. Пролонгирование глубокой гипотермии в течение 2-х часов приводит к повышению активности фермента относительно предыдущего этапа охлаждения, но не относительно контроля.

В сыворотке крови при изменении температуры тела достоверных различий в активности кальпаинов нет.

6. Температурная зависимость общей активности нейтральных протеаз печени бодрствующих сусликов (независимо от сезона года) представлена прямой с Еа=26.8 кДж/моль. При глубокой спячке, независимо от длительности (1-ый и 2-ой месяцы), на Аррениусовских кривых имеется излом при 20?С. По мере самосогревания сусликов после индуцированного пробуждения (10?С и 25?С), точки изломов на Аррениусовских кривых меняются и, соответственно, меняются их энергии активации. При самосогревании до 20?С, 30?С и 37?С графики температурной зависимости общей активности нейтральных протеаз представлены прямыми также, как и у бодрствующих сусликов.

7. У пробуждающихся сусликов «истинная» и «оптимальная» активность глицилглицин-дипептидазы как в мозгу, так и в печени не отличается. В печени неспавших сусликов «оптимальная» активность фермента (при 37?С) выше, чем «истинная» (при 10?С) в 4 раза.

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Азарян А.В. Пептидгидролазы нервной ткани и их биологические функции. - Ереван: Айастан, 1989. - 208 с.

2. Алейникова Т.Л., Рубцова Г.В. Биохимия. Руководство к практическим занятиям по биологической химии. - М.: Высшая школа, 1988. - 239с.

3. Антонов В.К. Химия протеолиза. - Москва: Наука, 1991. - 503 с.

4. Бадалян Л.О., Скворцов И.А. Клиническая электронейромиография (руководство для врачей). - Москва: Медицина, 1986. - 368 с.

5. Бенделик Е.К., Доценко В.Л., Немкова Е.А., Мошетова Л.К., Яровая Г.А. Общая трипсиноподобная, эластазоподобная и антриптическая активность у пациентов с контузией глаза // Вопросы мед. химии. - 1999. - №. 4. - С. 2-9.

6. Бернштейн В.А. Гипотермия и мозг // Успехи физиологических наук. - 1971. - Т. 2. - №2. - С.49-67.

7. Веремеенко К.И., Голобородько О.П., Кизим А.И. Протеолиз в норме и патологии. - Киев, 1988. - 250 с.

8. Винокурова С.В., Дилакян Э.А., Гуреева Т.А., Киселева Н.П., Соловьева Н.И. Коллагеназы IV типа и их эндогенные регуляторы при иммортализации и трансформации фиброластов. - V симпозиум «Химия протеолитических ферментов». - Москва, 2002. - 89 с.

9. Гельцер Б.И., Жилкова Н.Н. Активность калликреин-кининовой системы у больных витамин В12 - дефицитной анемией // Бюллетень СО РАМН. - 2005. - Т.113. - №3. - С.131-134.

10. Головина Т.Н., Маликов У.М., Шортанова Т.Х., Демин Н.Н. Белки и РНК в системе нейрон-нейроглия дорзального ядра шва головного мозга суслика в динамике зимней спячки // Физиол. журн. СССР. - 1985. - Т.7. - № 8. - С.945-951.

11. Гомазков О.А. Современные тенденции в исследовании физиологически активных пептидов // Успехи совр. биологии. - 1996. - Т.116. - № 1. - С. 60-68.

12. Гордон Р.Я., Богарова Л.С., Попов В.И., Корнаухов В.Н. Структурно - функциональные основы метаболизма РНК в мозге зимнеспящих в период зимней спячки. В кн.: Механизмы зимней спячки. - Пущино, 1987. - С.168-175.

13. Горошинская И.А., Ананян А.А., Могильницкая Г.В., Шугалей В.С. Биохимические показатели холодового стресса и адаптации // Вопросы мед. химии. - 1987. - №. 4. - С. 62-65.

14. Громакова И.А., Коноваленкова О.А. Лизосомальный протеолиз: влияние возраста и инсулина // Биохимия. - 2003. - Т.63. - № 7. - С.941-945.

15. Гуляева Н.В. Неапоптические функции каспазы 3 в нервной ткани // Биохимия. - 2003. - Т.68. - № 11. - С. 1459-1470.

16. Гусев Н.Б. Внутриклеточные Са - связывающие белки // Соровский образовательный журнал. - 1998. - №5. - С.3-11.

17. Гусейнов Г.О. Амидные группы белков мозга гомойотермных животных при гипотермии и зимней спячке // Автореферат. Ростов-на-Дону, 1992. - 24 с.

18. Демин Н.Н., Шортанова Т.Х., Эмирбеков Э.З. Нейрохимия зимней спячки млекопитающих.- Ленинград: Наука, 1988. - 136 с.

19. Дилакян Э.А. Цистеиновые протеиназы при неопластической трансформации. Симпозиум «Структура и функция протеолитических ферментов» // Вопросы мед. химии. - 2000. - Т.46. - № 5. - С. 490-491.

20. Дилакян Э.А. Цистеиновые протеиназы при неопластической трансформации // Вопросы мед. химии. - 2000. - №. 5. - С. 13-14.

21. Дин Р. Процессы распада в клетке: пер. с английского. - Москва. - 1981 - 120 с.

22. Жегунов Г.Ф., Микулинский Ю.Е, Синтез белка в тканях зимоспящих животных при пробуждении. Механизмы зимней спячки. - Пущино, 1987. - С.70-71.

23. Жегунов Г.Ф. Биохимические и ультраструктурные основы функциональной активности сердца зимоспящих животных: Дис. …докт.биол.наук. - - Харьков, 1990. - 265 с.

24. Жегунов Г.Ф., Джордан М., Вонд Л. Синтез белков при искусственной гипотермии сусликов. В кн.: Биохимические аспекты холодовых адаптаций. - Харьков, 1991. - С.57-62.

25. Жегунов Г.Ф., Вонг Л., Джордан М. Транспорт аминокислот и синтез белков у сусликов при гибернации и искусственной гипотермии // Укр. биох. журнал. - 1993. - Т.65. - №6. - С.25-29.

26. Ефременко Ю.Р., Конторщикова К.И. Протеолитические ферменты - как индикатор эффективности лечения // Современные технологии в лабораторной диагностике. - 2006. - № 12. - С. 63.

27. Иванов К.П., Арокина Н.К., Дидина С.Е., Волкова М.Ф. Содержание Са2+ в крови животных и их устойчивость к холоду // Росс. физиол. журнал имени Сеченова. - 1999. - Т. 85. - №12. - С.1550-1559.

28. Игнатьев Д.А., Сухова Г.С., Сухов В.П. Анализ изменений частоты сердцебиений и температуры суслика Citellus Undulatus в различных физиологических состояниях // Общая биология. - 2001. - Т.62. - №1. - С. 66-77.

29. Инжеваткин Е.В., Савченко А.А., Альбрант А.И., Нефедов В.П. Исследование метаболических изменений печени крыс в динамике восстановительного периода после гипертермического воздействия // Вопросы мед.химии. - 2000. - №2. С.49-54.

30. Исмаилов И.А., Эмирбеков Э.З. Глутаминазная и глутаматдекарбоксилазная активность ткани мозга при гипотермии и зимней спячке // Укр. биохим. журнал. - 1980. - Т.52. - №6. - С.683-688.

31. Калабухов Н.И. Спячка млекопитающих. - М.: Наука, 1985. - 258 с.

32. Калахая Дж.В., Лоудена Дж.А. Лизосомы и лизосомные болезни накопления. - Москва: Медицина, 1984. - 448 с.

33. Карманова И.Г. Физиология и генез зимней спячки // Журнал эвол. биох. и физиологии. - 1995. - №2. - С.216-223.

34. Кашпаров И.В., Попов М.Е., Румш Л.Д. Стереохимические особенности механизма функционирования аспартильных протеиназ с нейтральным и слабощелочным оптимумом рН // Вопросы мед. химии. - 2000. - №5. - С. 2-3.

35. Кличханов Н.К., Халилов Р.А., Мейланов И.С. Температурная зависимость активности АХЭ синаптических мембран из мозга крыс при гипотермии // Бюл. экспер.биологии и медициныю - 2000. - Т. 129. - № 3. - С. 326-328.

36. Клишо Е.В., Кондакова И.В., Чойнзонов Е.Л., Васильева О.С. Прогностическая значимость протеаз у больных плоскоклеточными карциномами головы и шеи // Бюллетень СО РАМН. - 2005. - Т.116. - № 2. - С. 82-91.

37. Кокунин В.А. Статистическая обработка данных при малом числе опытов // Укр. биохим. журнал. - 1975. - Т. 47. - №6. - С. 776-790.

38. Коломийцева И.К., Перепелкина Н.И., Патрушев И.В., Попов В.И. Роль липидов в сборке эндоплазматического ретикулума и диктосом нейрональных клеток коры головного мозга якутского суслика Citellus undulatus при гибернации // Биохимия. - 2003. - Т.68. - № 7. - С. 954-967.

39. Кольман Я., Рем К.-Г. Наглядная биохимия. - Москва: Мир, 2004. - 469 с.

40. Короленко Т.А. Биохимические аспекты лизосомотропизма. - Новосибирск: Наука, 1983. - 220 с.

41. Короленко Т.А. Катаболизм белка в лизосомах. - Новосибирск: Наука, 1990. - 189 с.

42. Кочетов Г.А. Практическое руководство по энзимологии. - М.: Высшая школа, 1980.

43. Кузнецова Н.А., Чирикова Т.С., Краюшкина Н.А., Зорина В.Н. Содержание плазмина, б1-антитрипсина и б2-макроглобулина в крови больных инфарктом миокарда и дискуляторной энцефалопатией до лечения // Бюллетень сибирской медицины. - 2004. - №3. - С.86-89.

44. Куцый М.П., Кузнецова Е.А., Газиев А.И. Участие протеаз в апоптозе // Биохимия. - 1999. - Т.64. - № 2. - С. 149-163.

45. Лаврецкая Э.Ф. Фармакологическая регуляцияпсихических процессов. - Москва: Наука, 1985. - 279 с.

46. Лишманов Ю.Б., Маслов Л.Н., Ласукова Т.В. Роль опиоидной системы в адаптации организма и защите сердца при стрессе // Успехи физиол. наук. - 1997. - Т.28. - № 1. - С.75-95.

47. Локшина А.А. Реакции ограниченного протеолиза и их регуляторное значение // Успехи биологической химии. - 1985. - Т.18. - № 6. - С. 162-184.

48. Лишманов Ю.Б., Маслов Л.Н., Халиулин И.Г., Барбараш Н.А. Роль энкефалинов в механизме антиаритмических эффектов адаптации при острой ишемии миокарда // Вестник РАМН. - 1998. - №3. - С.5-8.

49. Мартынова Е.А. Регуляция активности каспаз в апоптозе // Биоорганическая химия. - 2003. - Т.29. - № 5. - С. 518-543.

50. Маянская Н.Н., Панин Л.Е. Лизосомы в условиях стресса // Успехи совр. биологии. - 1981. - Т.92. - № 1(4). - С.64-80.

51. Мейланов И.С. Энзимология. - Махачкала: ИПЦ ДГУ, 1999. - 132 с.

52. Менджерицкий А.М., Лысенко А.В., Ускова Н.Н. Протеолитические процессы в мозге и сыворотке крови крыс при гипокинезии и адаптивном влиянии дельта-сон индуцирующего пептида // Биохимия. - 1995. - Т.60. - №4. - С.585-591.

53. Мешалкин Е.Н., Верещагин И.Г. Окклюзия в условиях неглубокой гипотермической защиты. - Новосибирск: Наука, 1985. - 198 с.

54. Мосолов В.В. Протеолитические ферменты. - Москва, 1971. - 305 с.

55. Немкова Е.А. Гранулоцитарные сериновые протеиназы и их действие на калликреин - кининовую систему плазмы крови человека: Автореф. …канд. биол. наук. - Москва, 1994. - 18 с.

56. Нурмагомедова П.М., Березин В.А., Эмирбеков Э.З., Рева А.Д. Влияние гипотермии на субклеточное распределение и некоторые физико-химические свойства катепсина Д в головном мозгу крыс // Укр. биохим. журн. - 1983. - Т.55. - №2.

57. Палладин А.В., Белик Я.В., Полякова Н.М. Белки головного мозга и их обмен. - Киев: Наукова думка, 1972. - С.179-187.

58. Панин Л.Е. Биохимические механизмы стресса. - Новосибирск Наука, 1983. - 232с.

59. Панченко Л.Ф., Митюшина Н.В., Фирстова Н.В., Генгин М.Т. Метаболизм энкефалинов при различных функциональных и патологических состояниях организма // Вопросы мед. химии. - 1999. - №4. - С.35-44.

60. Покровский А.А. О ферментативных механизмах функционирования лизосом // Доклады АН СССР. - 1975. - Т.225. - № 3. - С. 689-692.

61. Покровский А.А., Тутельян В.А. Лизосомы. - Москва, 1976. - 378 с. 1982.

62. Посохов В.С., Розенберг О.Л., Хансон К.П. Модификация радиочувствительности лимфоцитов тимуса крыс с помощью обогащенных холестерином аутолипосом // Бюл. эксп. биологии и медицины. - 1992. - Т.13. - № 2. - С. 136-138.

63. Пупышев А.Б. Лизосомы человека: библиометрическая оценка актуальных направлений исследований // Бюллетень СО РАМН. - 2006. - Т.119. - № 1. - С. 106-116.

64. Рева А.Д. ,Шаинская А.М.,Генгин М.Т., Лепехин Е.А. Выделение и свойства глицилглицин-дипептидазы головного мозга крупного рогатого скота.// Нейрохимия.-1982- Т.1, вып.2.-С.118-127.

65. Ротанова Т.В. Энергозависимый селективный внутриклеточный протеолиз // Вопросы мед. химии. - 2000. - №. 5. - С. 4-5.

66. Рыжакова Д.И. Гипотермия в клинике и эксперименте. - Горький, 1997. - 117 с.

67. Сарис Н.-Е.Л., Карафоли Э. Роль митохондрий в перераспределении внутриклеточного кальция: исторический обзор // Биохимия. - 2005. - Т.70. - №2. - С.231-239.

68. Сологуб Л.И., Пашковская И.С. Са2+ - активируемые нейтральные протеиназы клеток человека и животных // Успехи современной биологии. - 1998. - Т.105. - № 2. - С. 191-201.

69. Соловьева Н.И., Елисеева Ю.А., Локшина Л.А. Протеолитические ферменты и их биологические функции // Вестник РАМН. - 1995. - № 2. - С. 3-9.

70. Соловьева Н.И. Матриксные металлопротеиназы: регуляция активности и роль в процессе онкогенеза // Вопросы мед. химии. - 2000. - №. 5. - С. 12-13.

71. Соловьева Н.И., Винокурова С.В., Дилакян Э.А., Балаевская Т.О., Журбицкая В.А. Коллагеназы I и IV типов и активатор плазминогена на разных стадиях трансформации фибробластов. Симпозиум «Структура и функция протеолитических ферментов» // Вопросы мед. химии. - 2000. - Т.46. - № 5. - С.514-515.

72. Соловьева Н.И. Матриксные металлопротеиназы и их роль в процессе онкогенеза // Вопросы мед. химии. - 2002. - Т.48. - № 4. - С. 406.

73. Степанян Е.П., Меркурьева Р.П., Гуселевич Е.Л. Тканевое дыхание и аденозинтрифосфорная активность у собак в условиях глубокой гипотермии // Бюл.экспер.биологии и медицины. - 1963. - Т. 55. - № 3. - С. 45-48.

74. Строев Е.А., Кочуков М.Ю., Булаева Н.Н, Николаев В.В. Са2+ - зависимые протеиназы щитовидной железы: регуляция тиреотропином // Доклады академии наук. - 1997. - Т.335. - № 4. - С. 562-563.

75. Табукашвили Р.А., Ушаков И.Б., Антипов В.В. Роль лизосом в механизмах устойчивости и адаптации. - Москва: Наука, 1991. - 320 с.

76. Тутельян В.А. Новые данные о ферментативной организации лизосом // Вестник АМН СССР. - 1978. - № 3. - С.22-29.

77. Уманский С.Р. Апоптоз: молекулярные и клеточные механизмы // Молекулярная биология. - 1996. - Т.30. - № 3. - С. 487-500.

78. Фрадкин С.З., Мавричев А.С., Коврикова З.С. Медико-техническое обеспечение общей гипертермии в комплексном лечении злокачественных новообразований: Методические рекомендации. - Минск: ГУИНН ОМР им. Н.Н. Александрова, 2002. - 32 с.

79. Хансон К.П. Программированная клеточная гибель (апоптоз): молекулярные механизмы и роль в биологии и медицине // Вопросы мед. химии. - 1992. - Т.43. - №. 5. - С. 402-415.

80. Хватова Е.М., Семенова Т.С. Ферментативная характеристика мозга при гипотермии. - Горький, 1979. - 190 с.

81. Хочачка П., Сомеро Дж. Биохимические адаптации. - Москва: Мир, 1988. - 568 с.

82. Цыперович А.С., Авдеев В.Г. Дипептидазы.//Успехи биологической химии. - 1978.- Т.19. - С. 61-82.

83. Эмирбеков Э.З., Мукаилов М.И. Глутаминсинтетазная, глутаминазная, аспартат- и аланинаминотрансферазная активность головного мозга сусликов при зимней спячке // Вопросы биохимии нервной системы. Махачкала, 1971. - Вып.1. - С.8-13.

84. Эмирбеков Э.З., Даудова Т.Н. Изменение активности некоторых ферментов азотистого обмена мозга во время зимней спячки и пробуждения от нее // Механизмы зимней спячки млекопитающих. Владивосток: ДНЦ АН СССР. - 1977. - С.78-81.

85. Эмирбеков Э.З., Нурмагомедова П.М. Пептидгидролазная активность тканей мозга при гипотермии // Укр. биох. журнал. - 1979. - Т.51. - №6. - С.644-646.

86. Эмирбеков Э.З., Абдуллаев Р.А., Исмаилов И.А. Белки мозга теплокровного организма при пониженных температурах тела. В кн.: Биохимия животных и человека. - Киев, 1980. - С.84-90

87. Эмирбеков Э.З., Львова С.П. Механизмы биохимических изменений при низких температурах тела. - Издательство Ростовского университета, 1985. - 80 с.

88. Abdel-Meguid S.S. Inhibition of aspartyl proteinases // Med. Res. Rev. - 1993. - Vol.13. - PP.731-778.

89. Ahlberg J., Berkenstam A., Henell F., Glaumann H. Degradation of short and long proteins in isolated rat liver lysosomes // J. Biol. Chem. - 1985. - Vol.260. - № 9. - PP.5847-5854.

90. Baldwin E.T., Bhat T.N., Gulnik S., Hosur M.V., Sowder R.C., Cachau R.E., Collins J., Silva A.M., Erickson J.W. Crystal structures of native and inhibited forms of human cathepsin D: implications for lysosomal targeting and drug design // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 1993. - Vol. 90. - PP.6796-6800.

91. Bashet J., Guilmet J. Защита мозга при реконструктивных операциях на восходящей аорте // J. Card. Surg. - 2002. - Vol.17. - №2. - PP.115-124.

92. Baudry M., Bundman M.C., Smith E.K., Lynch G. Micromolar calcium stimulates proteolysis and glutamate binding in rat brain synaptic membranes // Science. - 1981. - Vol. 212. - PP. 937-938.

93. Bidere N., Lorenzo H.K., Carmona S., Laforge M., Harper F., Dumont C., Senik A. Cathepsin D trigger Bax activation? Resulting in selective apoptosis-inducing factor (AIF) relocation in T lymphocytes entering the early commitment phase to apoptosis // J. Biol. Chem. - 2003. - Vol. 278. - PP. 31401-31411.

94. Blommart E.F., Luiken J.J., Blommaart P.J. Woerkom V., Meijer A.J. Phosphorylation of ribosomal protein in inhibitory for autophagy in isolated rat hepatocytes // J. Biol. Chem. - 1995. - Vol.270. - PP.2320-2326.

95. Bohley P., Seglen P.O. Proteases and proteolysis in the lysosome // Experientia. - 1992. - Vol.48. - PP.151-157.

96. Brown N., Crawfold C. Structural modifications associated with the change in Ca2+ sensitivity on activation of m-calpain // FEBS Lett. - 1993. - V. 323. - PP. 65-68.

97. Buck C.L., Barnes B.M. Effects of ambient temperature on metabolic rate, respiratory quotient, and torpor in an arctic hibernator // Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp.Physiol. - 2000. - V.279. - PP. 255-262.

98. Carey H.V., Аndrews M.T., martin S.L. Mammalian hibernation: cellular and molecular responses to depressed metabolism and low temperature // Physiol. Rev. - 2003. - Vol.83. - PP.1153-1158.

99. Carey H.V., Frank C.L., Aw T.Y. Cellular response to metabolic stress in hibernation mammals. In: Life in the cold: 11th International hibernation symposium. - Berlin: Springer-Verlag, 2000. - PP.339-346.

100. Castillo J., Davalas A., Naveiro J., Noya M. Neuroexcitatory amino acids and their relation to infarct size and neurological deficit in ischemic stroke // Stroke. - 1996. - №27. - PP.1060 - 1065.

101. Chua B.N., Guo K., Li P. Direct cleavage by the calcium - activated protease calpain can lead to inactivation of caspases // The Journal of biological Chemistry. - 2000. - V.275. - №7. - PP.5131-5135.

102. Conner G.E. Cathepsin D. In: Handbook of proteolytic enzymes. - New York: academic Press, 2002. - PP.746-751.

103. Conner G.E., Richo G. Isolation and characterization of a stable activation intermediate of the lysosomal aspartyl protease cathepsin D // Biochemestry. - 1992. - Vol.31. - PP.1142-1147.

104. Croall D.E., Demartino G.N. Calcium-activated neutral protease (calpain) sistem: Structure, function and regulation // Phiysiological Reviews. - 1991. - Vol.71. - №3. - PP.2345-2354.

105. Cuervo A.M., Dice J.F. How do intracellular proteolytic systems change with age? // Fronties in Bioscience - 1998. - № 3 - PP.25-43.

106. Cuervo A.M., Hayes S.A., Dice J.F. Molecular chaperones and intracellular protein degradation with emphasis on a selective lysosomal pathway of proteolysis. In: Molecular chaperones in the life cycle of proteins. - New York, 1997. - PP.491-510.

107. Cuninghaim D.D., Loug G.L. Proteases in biological control. - NY.: Liss, 1987.

108. Darrel E.G., Thompson V.F., Li H., Wei W., Cong J. The calpain system // Physiol. Rev. - 2003. - Vol.83. - PP.731-801.

109. Deddish P.A., Skidgel R.A., Kriho V.B., Li X.Y., Becker R.P., Erdos E.G. Carboxypeptidase M in Madin-Darby canine kidney cells. Evidence that carboxypeptidase M has a phosphatidylinositol glycan anchor // J. Biol. Chem. - 1990. - V. 265, № 25. - PР. 15083-15089.

110. De Saint-Vis B., Cupillard L., Pandrau-Garcia D., Ho S., Renard N., Grouard G., Duvert V., Thomas X., Galizzi J., Banchereau J. et al. Distribution of carboxypeptidase M on lymphoid and myeloid cells parallels the other zinc-dependent proteases CD10 and CD13. // Blood - 1995. - V. 86, № 3. - РР.1098-1105.

111. Diment S., Leech M.S., Stahl P.D. Cathepsin D is membrane-associated in macrophage endosomes // J. Biol. Chem. - 1998. - Vol. 263. - PP. 6901-6907.

112. Dittmer F., Ulbrich E.J., Hafner A., Schmahl W., Meister T., Pohlmann R., von Figura K. Alternative mechanisms for trafficking of lysosomal enzymes in mannose-6-phosphate receptor-deficient mice are cell type-specific // J. Cell Sci. - 1999. - Vol. 112. - PP.1591-1597.

113. Doherty F.S, Dawson S, Mayer R.J. The ubiquitin-proteasome pathway of intracellular proteolysis // Essays Biochem. - 2002. - № 3. - PP.51-63.

114. Doherty F.S, Mayer R.J. Intracellular protein degradation. - New York: Oxford University Press, 1992.

115. Egbert F., Heinrich M., Jensen J-M., Winoto-Morbach S., Pfeiffer S., Wickel M., Schunck M., Steude J., Saftig P., Proksch E., Schutze S. Cathepsin D is involved in the regulation of transglutaminase 1 and epidermal differentiation // J. of cell science. - 2004. - Vol. 117. - PP. 2295-2307.

116. Emert-Sedlack L., Shangary S., Rabinovitz A., Miranda M.B., Delach S.M., Johnson D.E. Involvement of cathepsin D in chemotheraphy-induced cytochrome c release, caspase activation, and cell death // Mol. Cancer Ther. - 2005. - Vol. 4. - PP. 733-742.

117. Figura K., Hasilik A. Lysosomal enzymes and their receptors // Annu. Rev. Biochem. - 1986. - Vol. 55. - PP. 167-193.

118. Frerichs K.U., Kennedy C., Sokoloff L., Hallenbeck J.M. Local cerebral blood flow during hibernation, a model of natural tolerance to “cerebral ischemia” // Journ. Cereb. Blood Flow-Metab. - 1994. - V.14. - PP.193-205.

119. Frerichs K.U., Smith C.B.,Brenner M., DeGracia D.J., Krause G.S., Marrone L., Dever T.E., Hallenbeck J.M. Supression of protein synthesis in brain during hibernation involves inhibition of protein initiation and elongationm // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 1998. - Vol.95. - PP.14511-14515.

120. Fusek M, Baudys M., Metcalf P. Purification and crystallization of human cathepsin D // J. Mol. Biol. - 1992. - Vol. 226. - PP.555-557.

121. Fusek M, Vetvicka V. Cathepsin D. In: Aspartic proteinase: physiology and pathology. - Boca Ratton: CRC Press, 1995. - PP. 143-184.

122. Fusek M, Vetvicka V. Dual role of cathepsin D: ligand and protease // Biomed. Paper. - 2005. - Vol.149. - № 1. - PP.43-50.

123. Furuno K., Goodman M.N., Goldberg A.L. Role of different protelytic system in the degradation of muscle proteins during denervation autophagy // J. Biol. Chem. - 1990. - Vol.265. - PP.8550-8557.

124. Geiser F. Metabolic rate and body temperature reduction during hibernation and daily torpor // Annu. Rev. Physiol. - 2004. - V.66. - PP. 239-274.

125. Glaumann H. Crinography as a means for degradating excess secretory proteins in rat liver. In: Current trends in the study of intracellular protein degradation. - Spain, 1989. - PP.97-110.

126. Glondu M., Coopman P., Laurent-Matha V., Rocheford H., Liaudet-Coopman E. A mutated cathepsin D devoid of its catalytic activity stimulates the growth of cancer cells // Oncogene. - 2001. - Vol. 20. - PP. 6920-6929.

127. Goldberg A.L., Dice J.F. Intracellular protein degradation in mammalian and bacterial cells // Annu Rev. Biochem. - 1974. - Vol.34. - PP.835-869.

128. Gomeza J, Ohno K, and Betz H. Glycine transporter isoforms in the mammalian central nervous system: structures, functions and therapeutic promises // Curr Opin Drug Discov Devel. - 2003. - №6. - PP. 675-682.

129. Gopalakrishnan M.M., Grosh H-W., Locatelli-Hoops S., Werth N., Smolenova E., Nettersheim M., Sandhoff K., Hasilik A. Purified recombinant human prosaponin forms oligomers that bind procathepsin and affect its autoactivation // Biochem J. - Vol. 383. - PP.507-515.

130. Grinde B. Autophagy and lysosomal proteolysis in the liver // Experientia. - 1985. - Vol.41. - № 9. - PP.1089-1095.

131. Guicciardi M.E. Lysosomes in cell death // Oncogene. - 2004. - Vol.23. - № 16. - PP.2881-2890.

132. Gusev E.I., Skvortsova V.I., Dambinova S.A., Raevskiy K.S., Alekseev A.A., Bashkatova V.G., Kovalenko A.V., Kudrin V.S., Yakovleva E.V. Neuroprotective Effects of Glycine for Therapy of Acute Ischaemic Stroke // Cerebrovasc Dis. - 2000. - № 10. - PP. 49-60.

133. Halang K.W., Lerch M.M., Brandt-Nedelev B. Role of cathepsin B in intracellular trysinogen activation and the onset of acute pancreatist // J. Clin. Inset. - 2000. - V.106. - № 6. - PP.773-781.

134. Hochachka P.W., Somero G.N. Biochemical adaptation. Mechanism and process in physiological evolution. - New York: Oxford University Press, 2002. - 467 p.

135. Hosfield C.M., Elce J.S., Davies P.L., Jia Z. Crystal structure of calpain reveals the structural basis for Ca2+- dependent protease activity and a novel mode of enzyme activation // EMBO J. - 2001. - V.18. - PP.6880-6889.

136. Ivanov K.P. Physiological problems and functional mechanisms of the thermoregulation system // Ann. NY Acad. Sci. - 1997. - Vol.813. - PP.32-38.

137. Kataoka K., Yanase H. Mild hypothermia - a revived countermeasure against ischemic neuronal damages. - Neuroscience Research. - 1998. - Vol. 32. - PP. 103-117.

138. Kawasaki H., Emori Y., Imajoh-Ohmi S., Minami Y., Suzuki K. Identification and characterization of inhibitory sequences in four repeating domains of the endogenous inhibitor for calcium dependent protease // J. Bochem. - 1989 - V.106. - PP.274-281.

139. Kawasaki H., Emori Y., Suzuki K. Calpastatin has two distinct sites for interaction with calpain - effect of calpastatin fragments on the binding of calpain to membranes // Arch. Biochem. Biophys. - 1993. - V.305. - PP.467-472.

140. Kenyon G.D., Johnatan S. Association of mitochondrial calpain activation with increased expression and aytolisis of calpain small subunit in an early stage of apoptosis // Internetional Jounal of molecular medicine. - 2003. - V.12. - №3. - PP.247-252.

141. Khorchid A., Ikura M. How calpain is activated by calcium // Nature structural biology. - 2002. - V.2. - №4. - PP.239-241.

142. Klionsky D.S. Autophagy as a regulated pathway of cellular degradation // Science. - 2000. - Vol.290. - № 5497. - PP.1717-1721.

143. Koelsch G., Mares M., Metcalf P., Fusek M. Multiple functions of pro-parts of aspartic proteinase zymogens // FEBS Lett. - Vol. 343. - PP.6-10.

144. Koening J.A., Edwardson J.M. Endocytosis and recycling of G protein-coupled receptors // Trends pharmacol Sci. - 1997. - Vol.18. - PP.276-287.

145. Kortner G., Geiser F. The temporal organization of daily torpor and hibarnation: circadion and circannual rhythms // Chronobiol. Int. - 2000. - Vol.17. - PP.103-128.

146. Lajtha A., Sershen H. Changes in the rates of proteins synthesis in the brain of gold fish at various temperature // Life sci. - 1975. - Vol. 17. - PP. 1816-1868.

147. Laurent-Matha V., Maruani-Herrman S., Prebois C., Beaujoin M., Glondu M., Noel A., Alvarez-Gonzales M.L., Blacher S., Coopman P., Baghdiguian S., Gilles C., Lancarek J., Freiss G., Vignon F., Liaudet-Coopman E. Catalytically inactive human cathepsin D trigger fibroblast invasive growth // J. Cell Biol. - 2005. - Vol. 168. - PP. 489-499.

148. Lenk S.E., Fisher D.L., Dunn W.A. Regulation of protein secretion by crinophagy in perfused rat liver // Eur. J. Cell Biol. - 1991. - Vol.56. - PP.201-209.