Глава I. Обзор литературы

1.1 Особенности использования методов биотестирования и биоиндикации для мониторинга состояния окружающей среды

Типы чувствительности биоиндикаторов:

В зависимости от скорости проявления биоиндикаторных реакций выделяют несколько различных типов чувствительности тест-организмов:

· I тип - биоиндикатор проявляет внезапную и сильную реакцию, продолжающуюся некоторое время, после чего перестает реагировать на загрязнитель.

· II тип - биоиндикатор в течении длительного времени линейно реагирует на воздействие возрастающей концентрации загрязнителя.

· III тип - после немедленной, сильной реакции у биоиндикатора наблюдается ее затухание, сначала резкое, затем постепенное.

· IV тип - под влиянием загрязнителя реакция биоиндикатора постепенно становится все более интенсивной, однако, достигнув максимума постепенно затухает.

· V тип - реакция и типы неоднократно повторяются, возникает осцилляция биоиндикаторных параметров.

Требования к биоиндикаторам

1. накопление загрязняющих веществ не должно приводить к гибели тест-организмов;

2. численность тест-организмов должна быть достаточной для отбора, т.е. без влияния на их воспроизводство;

3. в случае долгосрочных наблюдений предпочтительны многолетние виды флоры;

4. фитотесты должны быть генетически однородными;

5. должна быть обеспечена легкость взятия проб;

6. должна реализоваться относительная быстрота проведения тестирования;

7. биотесты должны обеспечивать получение достаточно точных и воспроизводимых результатов;

8. биоиндикаторы должны быть одновозрастными и характеризоваться, по-возможности, близкими свойствами;

9. диапазон погрешностей измерений (по сравнению с классическими или эталонными методами тестирования) не должен превышать 20-30%;

10. при выборе тест-организмов предпочтение следует отдавать регистрации функциональных, этологических, цитогенетических изменений отдельных индикаторных процессов биоты, а не только изменению ее структуры, численности или биомассы, т.к. эти последние являются более консервативными [1-3].

Биотестирование и биоиндикация являются основными элементами биологического мониторинга состояния окружающей среды. Возможен мониторинг, как состояния биологических объектов, так и компонентов окружающей среды. Оценка проб среды с использованием тест-организмов и наблюдение за состоянием биообъектов, вносимых в контролируемую экосистему в разнообразных садках, представляет собой биотестирование (схема 1). Биотестирование выполняет функцию тактического контроля происходящего загрязнения, нацеленного на получение быстрого сигнала о токсичности и необходимой степени разбавления конкретных стоков. На водном объекте оно может быть эффективным с момента начала загрязнения до его завершения. Биоиндикация выявляет результат произошедшего вредоносного воздействия на окружающую среду. Может применяться на экологическом объекте постоянно, но эффективность его станет очевидной при начале неблагоприятных экологических изменений. Эти три элемента общей природоохранной стратегии дополняют, но не способны заменить друг друга. Задачей экологов является отработка оптимальных режимов применения каждого из подходов, целенаправленного и обоснованного применения их в системе ограничения загрязнения.

Условия, определяемые с помощью организмов-биоиндикаторов, называются объектами биоиндикации. Ими могут быть как определенные типы природных объектов (почва, воздух, вода), так и различные свойства этих объектов (механический, химический состав и др.) и определенные процессы, протекающие в окружающей среде (эрозия, заболачивание и т.п.), в том числе происходящие под влиянием человека. Среди особых преимуществ биологических методов следует отметить то, что они позволяют фиксировать негативные изменения в природной среде при низких концентрациях загрязняющих веществ.

· обнаруживать места скоплений в экологических системах различного рода загрязнений;

· проследить динамику изменений в окружающей среде;

· определить степень вредности тех или иных веществ для живой природы, в частности для человека;

· составить прогноз дальнейшего развития экосистемы.

Биоиндикацию можно проводить на видовом и биоценотическом уровне. Видовой уровень включает в себя констатацию присутствия организма, учет частоты его встречаемости, изучение его анатомо-морфологических особенностей, физиологии, биохимии. При биоценотическом уровне исследования учитываются различные показатели разнообразия видов, продуктивность данного сообщества.

Методы регистрирующей биоиндикации наиболее доступны для использования в условиях экспедиции или экологического лагеря, так как они не требуют применения сложных приборов и трудоемких методик. Ниже приведены примеры использования различных биоиндикаторов при оценке экологического состояние водных объектов [4-7].

32

1.2 Контроль качества природных и сточных вод на биоиндикаторе Daphnia magna Strauss.

Биотестирование наряду с биоиндикацией является обязательным элементом современной системы контроля качества вод. Подробную современную формулировку биотестирования дают А. А. Зенин и Н. Б. Белоусова: «Биотестирование - один из приемов определения степени токсического действия неблагоприятных факторов среды, потенциально опасных для живых организмов экосистем, в контролируемых экспериментальных лабораторных или натурных условиях путем регистрации изменений биологически значимых показателей исследуемых водных объектов с последующей оценкой их состояния в соответствии с выбранным критерием токсичности» [8].

Во второй половине XX столетия в связи с необходимостью оценки токсичности природных и сточных вод, а также некоторых химических веществ во многих странах мира стали использовать биотестирование на Daphnia magna Straus. Впервые D. magna как индикатор токсичности воды была предложена в 1929г. [9]. В СССР начало подобных исследований связано с работами Н.С.Строганова и его школы, Е.А.Веселова и Л.А.Лесникова [10]. Позже последователями американской школы биотестирования была предложена Ceriodaphnia affinis Lilljeborg, и этот вид, наряду с D. magna и D. pulex (De Geеr, 1778), был введен в руководства по биотестированию во многих странах мира. В последнее время дафний рекомендовано использовать и для биотестирования питьевых вод [11]. Поэтому необходимо как можно более полное знание биологии вида, выбранного в качестве тест-объекта, в условиях его использования в виде лабораторной культуры.

Ветвистоусые рачки дафнии (рис.1) обычно имеют длину не более 2--3 мм, характеризуются двумя парами усиков-антенн, ясно выраженной головой с большим сложным глазом, состоящим из двух десятков простых глазков, четырьмя парами ножек и мешковидным выростом с яйцами на спине. Антенны небольшие, но сильно развиты, двуветвистые и служат для плавания. Голова дафний спереди вытянута в остренький «клюв», тело покрыто прозрачной двустворчатой раковинкой из тонкого хитина, брюшные ножки скрыты под раковинкой, на грудных ножках находятся жаберные лепестки. У дафний даже есть сердце. Сердце дафний, сокращаясь несколько десятков раз в минуту, проталкивает кровь вначале к голове, а затем к жабрам и заднему концу тела. Окраска, в зависимости от питания, колеблется от розово-желтой до красной при дефиците кислорода. Питаются дафнии мелкими водорослями и бактериями. В течение лета рачки размножаются партеногенетически, нося неоплодотворенные яйца на спине, в так называемой выводковой камере. Самцы у дафний редки, появляются обычно к осени и всегда значительно мельче самок.

Рис. 1. Daphnia magna Strauss

Исследована изменчивость биологических параметров лабораторной культуры D. magna в оптимальных условиях длительного лабораторного культивирования.

1.3 Динамика смертности и продолжительность жизни лабораторной культуры D. magna.

Смертность определялась в процентах от общего количества фертильных или неполовозрелых самок на каждый месяц. Под неполовозрелыми подразумевались все самки, не успевшие дать потомство (рис. 2)

Рис. 2. Динамика смертности в лабораторной культуре D. magna при оптимальных условиях лабораторного культивирования, в % от общего числа подопытных животных за месяц: 1 - фертильных самок, 2 - неполовозрелых самок

Как видно из рисунка 2, кривая смертности фертильных самок имеет 3 максимума и 3 минимума, причем максимумы, начиная с январского, уменьшаются в соответствии с определенной закономерностью: каждый последующий отличается от предыдущего приблизительно в 1, 3 раза.

Кривая смертности неполовозрелых самок (рис. 2) имеет по два максимума и минимума, причем январский максимум (45, 6%) совпадает с январским максимумом смертности фертильных самок и соответствует также самой большой смертности за месяц на протяжении всего года. Апрельский пик смертности невелик и равен величине данного параметра за декабрь (11, 1%). Минимальная смертность неполовозрелых самок наблюдается в феврале-марте и на протяжении длительного периода - с мая по октябрь включительно.

Продолжительность жизни D. magna. Продолжительность жизни отдельных особей D. magna определялась довольно точно в связи с индивидуальным культивированием и использованием для закладки каждой повторности только 1-2суточных рачков.

Нижний и верхний пределы продолжительности жизни D. magna составили соответственно несколько часов (в пределах суток) и 7, 57 месяца, причем в среднем дольше всех прожили рачки, родившиеся в январе (4, 18 месяца - без учета смертности неполовозрелых самок, 3, 14 месяца - с учетом месяца). Особенно велика продолжительность жизни рачков, родившихся в последней декаде января - 5, 64 и 4, 63 месяца [5, 6].

Результаты индивидуальной продолжительности жизни культуры D. magna при оптимальных условиях культивирования представлены в секторальной диаграмме (рис. 3). Единицей измерения в данном случае выбран отрезок в 1 месяц, так как в природе дафнии живут в среднем 20-25 суток, т. е. приблизительно месяц [11]. Дафнии, прожившие меньше 15 суток, в диаграмме не учтены. Из диаграммы видно, что количество особей, проживших от 1 до 7 месяцев, колеблется от 7, 9 до 21, 1%.

Рис. 3. Соотношение особей D. magna с различной продолжительностью жизни. Количество особей (от общего числа проживших): 1-7 - месяцы.

Максимальная продолжительность жизни D. magna в оптимальных условиях лабораторного культивирования в опыте равна 7 месяцам (и более), причем доля проживших максимальный срок составляет более половины от числа особей, проживших около месяца [13].

При увеличении продолжительности жизни реальная плодовитость D. magna увеличивается [14].

Для изучения продолжительности жизни, роста и сроков созревания ракообразных в лабораторных условиях ежедневно проводили наблюдения за их выживаемостью и продолжительностью жизни, приростом, сроками появления яиц в выводковых камерах самок, количеством молоди в первом и последующих поколениях. Размеры молоди и взрослых самок измеряли на микроскопе МБС-9 при помощи окуляр-микрометра [12, 15, 16].

В работе 17 введение в культуру S. vetulus, M. macrocopa, C. affinis, S. mucronata и D. magna было проведено по общей схеме. Одну партеногенетическую самку помещали в стакан с контрольной аквариумной водой, туда же ежедневно вносили корм: суспензию сухих пекарских дрожжей и смесь культур зеленых водорослей Chlorella vulgaris Beijer и Scenedesmus quadricauda (Turp.) Breb. После получения потомства взрослых самок отсаживали, а молодь помещали в аквариумы объемом 1л для создания генетически однородной монокультуры, происходящей от одной партеногенетической самки [23].

1.4 Чувствительность Daphnia magna Strauss к химическим препаратам

1.4.1 Чувствительность к бихромату калия.

Использован стандартный токсикант бихромат калия, который продолжительное время сохраняет первоначально внесенную концентрацию, стабилен в растворах и относится к классу сильнотоксичных веществ[22]. Для эксперимента из исходного раствора (1 г/л) была приготовлена серия разведений от 1 до 10 мг/л.

В специальные планшеты с объемом камеры 10 мл в контроль и соответствующие концентрации токсиканта были помещены ювенисы, по одному в камеру. Эксперимент выполнялся в 10 повторностях. В первый час экспозиции наблюдения за животными велись непрерывно, с 2 до 12ч - ежечасно, далее - через 24ч экспозиции. Фиксировали нарушения фототаксиса, характера движения, остановки движения, отсутствие реакции на прикосновение и гибель. Наблюдения за животными в течение первых часов экспозиции позволили установить пороговые концентрации, вызывающие изменения в поведении и характере движения ракообразных, а также близкие к ним LC0 или NOEC (no observed effect concentration) - концентрации, не вызывающие токсического эффекта [23].

Введение в культуру считается состоявшимся в случае, если от одной партеногенетической самки удается получить устойчиво развивающуюся лабораторную популяцию [18,19]. В лабораторных условиях в культуре с невысокой плотностью посадки ракообразных, при постоянной температуре, освещенности, полноценном питании, ациклическая (без появления самцов в популяции) смена поколений партеногенетических самок может продолжаться длительное время [22]. Важным условием длительного ациклического культивирования партеногенетического поколения ветвистоусых ракообразных является создание оптимальных температурных и световых условий, режима кормления и рациона. У каждого из пяти поддерживаемых в культурах видов численность молоди в первом поколении всегда было ниже, чем в последующих[21] (см. рис 4.).

Рисунок 4. Изменения средней плодовитости партеногенетических самок ветвистоусых ракообразных в течение репродуктивного возраста в условиях лабораторного культивирования

По [22], число яиц у D. magna в летние месяцы может достигать 42 экз., при 15 выметах в течение жизни.

Для получения данных о сравнительной чувствительности объектов культивирования была выполнена серия экспериментов по выживаемости организмов в растворах бихромата калия [20].

Таблица 1.

Наиболее чувствительной к действию бихромата калия была M. macrocopa, наименее - D. magna. Взрослые овариальные самки исследованных видов ракообразных по показателю LC50-24 менее чувствительны к стандартному токсиканту бихромату калия, чем суточные ювенисы.

По показателям выживаемости и плодовитости (количества молодых особей, живых и мертвых) планктонных ракообразных D. magna было оценено влияние образцов донных грунтов на токсичность различных веществ в водной среде [24].

Регулярно учитывали выживаемость рачков, количество и выживаемость молоди. Для половозрелых особей показателем гибели служило полное прекращение движения, а показателем гибели эмбрионов выброс мертвых зародышей из выводковой камеры самок. Параллельно оценивали состояние кишечника, окраску его содержимого, окраску тела рачков [24].

1.4.2 Чувствительность к хрому

В отсутствие грунтов все концентрации хрома для рачков D. magna были абсолютно-летальными. Так, при концентрации 0,3 мгСг/л без грунта гибель рачков завершалась в среднем к 14,5 суткам, при более высокой концентрации гибель 100% рачков происходила еще быстрее (в среднем, к 6,5 суткам). Однако в присутствие песчанистого ила гибель рачков при концентрации 0,3 мгСг/л была несущественной. При концентрациях 0,5 и 0,7 мгСг/л в присутствие песчанистого ила все рачки жили в течение 7 суток, однако затем выживаемость резко снижалась. В присутствии песка и илистого песка токсичность хрома менялась мало. Причем, при увеличении концентрации хрома, защитный эффект песка снижался. Эффект детрита и песчанистого ила на токсичность был более выраженным, и с увеличением концентрации повышался. Влияние грунтов на токсичность хрома проявлялось и по эффекту на плодовитость рачков. Сами грунты на плодовитость практически не влияли. При действии бихромата калия в концентрации 0,5 и 0,7 мг Сг/л без грунтов молодые особи вплоть до окончания опыта вообще не рождались. В концентрации 0,3 мг Сг/л были отмечены единичные молодые особи. В присутствии грунтов, за исключением песка и илистого песка, размножение происходило даже активнее, чем в опытах без грунта, однако по мере увеличения концентрации токсиканта число молодых особей снижалось [25].

1.4.3 Чувствительность к меди

В отсутствие грунтов все концентрации меди также были абсолютно-летальными. При концентрации 0,05 мг Си/л без грунта рачки погибали, в среднем, к 15 суткам, при концентрации 0,1 мг Си/л - к 4,75 суткам. Все исследованные грунты, за исключением песка, существенно снижали токсичность меди для рачков. Наибольший защитный эффект был выявлен для илистого песка, песчанистого ила и детрита. В присутствие детрита гибели рачков к окончанию эксперимента не отмечено при концентрации 0,05 мг Сu/л, а при концентрации 0,1 мг Си/л выживаемость рачков к концу опыта составляла 95%.

При концентрации меди 0,05 мл/л в присутствии песка большое количество дафний погибло уже к 15-тым суткам, а при концентрации 0,1м г/л 100%-ная гибель рачков происходила к уже 5-ым суткам (табл. 2). Это свидетельствует о том, что песок обладает слабой сорбционной способностью по отношению к ионам меди и чем выше концентрация меди в растворе, тем быстрее наступает насыщение.

Влияние грунтов на токсичность меди проявлялось также и по эффекту на плодовитость рачков D. magna. Наличие грунтов в контроле на плодовитость влияло незначительно, несколько стимулировал размножение только детрит. Присутствие хлорида меди в растворе приводило к тому. что молодых рачков вообще не было в концентрации 0,1 мг Сu/л, а в концентрации 0,05 мг Сu/л рождаемость была незначительной, причем отмечены были и мертвые эмбрионы. В концентрации 0,05 мг Си /л при наличии песка размножение было подавленным, при наличии детрита и песчанистого ила плодовитость оказалась даже выше, чем в контроле с этими же видами грунтов. При концентрации 0,1 мг Сu/л в присутствии песка размножения вообще не происходило, а песчанистый ил и детрит стимулировали рождаемость молодых рачков [26].

1.4.4 Чувствительность к дибутилфталату

Все концентрации дибутилфталата в отсутствие грунтов были абсолютно-летальными, за исключением концентрации 0,01 мг/л. При концентрации 0,03 мг/л без грунта гибель рачков завершалась, в среднем, к 4 суткам, при концентрации 0,05 мг/л, в среднем, - к 2,5 суткам. В присутствие песчанистого ила и илистого песка гибель рачков была несущественной. При концентрации 0,05 мг/л в присутствие песчанистого ила выживаемость рачков к концу эксперимента составляла более 60%, в присутствие илистого песка - более 80%. При увеличении концентрации дибутилфталата защитный эффект илистого песка и песчанистого ила существенно увеличивался. Это свидетельствует о том, что выбранных концентрациях меди не исчерпывается поглотительная способность грунтов. При одинаковых концентрациях дибутилфталата в растворе значения ОПВ в присутствии илистого песка и песчанистого ила были близкими. Детрит и песок менее активно связывают токсикант. Выживаемость рачков в растворе дибутилфталата в концентрации 0,05 мг/л в присутствии песка не отличалась от выживаемости без грунта. При действии дибутилфталата в концентрациях 0,03 и 0,05 мг/л без грунтов молодые особи вплоть до окончания опыта вообще не рождались.

1.4.5 Чувствительность к имазалил-сульфату

На токсичность имазалил-сульфата для рачков до концентрации 1 мг/л влиял только илистый песок (отмечено некоторое увеличение ОПВ при переходе концентрации от 0,5 мг/л к 1 мг/л). Защитное действие остальных грунтов практически не проявлялось (табл. 3.9). При более высокой концентрации имазалил-сульфата (2 мг/л) ОПВ в присутствие илистого песка составило 230%, а песчанистого ила и детрита - 140% и 160%, соответственно. Проявление относительно высокого защитного эффекта детрита и песчанистого ила при концентрации 2,0 мг/л может свидетельствовать о том, что для образования комплекса имазалила с компонентами донных грунтов необходимо достижение определенного концентрационного порога токсиканта, однако содержание органической составляющей не имело существенного значения. Имазалил-сульфат, в основном, вызывал гибель эмбрионов, в связи с чем, количество молодых рачков при концентрации 0,5 мг/л было низким, особенно в отсутствие грунта. При более высоких концентрациях в отсутствие и при наличии грунтов молодых рачков обнаружено не было.

В целом, от действия хрома в водной среде лучше всего защищал рачков детрит и песчанистый ил, от меди - песчанистый ил, детрит и илистый песок. От органических загрязнителей, таких как дибутилфталат, лучше всего защищал дафний песчанистый ил и илистый песок, от действия фунгицида имазалил сульфата в большей степени только илистый песок [27].

1.5 Лазерная автодинная интерферометрия динамических параметров биообъектов Daphnia magna Strauss

Для оценки степени загрязнения окружающей среды широкое применение могут найти методы, основанные на оценке физиологических параметров биологических тест-объектов. В качестве тест-объектов для контроля состояния водной среды используются пресноводные рачки дафнии (Daphnia magna Strauss). В работах [28, 29] показана сильная зависимость периода биений сердца дафнии от концентрации гидрохинона в водном растворе и установлено влияние концентрации фенола на частоту дыхания дафнии. Однако низкая чувствительность фотоэлектрических методов, используемых в отмеченных выше работах, и невозможность их использования при регистрации прошедшего через биообъект излучения не позволяли провести комплексные исследования изменения физиологических параметров тестируемых биообъектов.

С целью увеличения числа информативных параметров, характеризующих поведение дафний в токсичной среде, разработана методика, основанная на использовании эффекта автодинного детектирования в полупроводниковом лазере [30].

В основу метода регистрации динамического состояния тест - объектов положен принцип формирования сигнала внешнего автодетектирования при возвращении части отраженного от контролируемого объекта излучения в резонатор полупроводникового лазера [30, 31]. Для реализации метода использовалась установка (схема 2). Излучение полупроводникового лазера 7 (ИЛПН - 206), стабилизированного источником тока 8, фокусировалось линзой 6 в область сердца дафнии 4, помещенной в канал 3 на прозрачном столике 5. Для визуализации инфракрасного излучения полупроводникового лазера и его фокусировки в область сердца использовался прибор ночного видения 1. Часть излучения, отраженного от сердца дафнии, возвращалась в резонатор полупроводникового лазера, изменение выходной мощности которого регистрировалось фотодетектором 9. Сигнал с фотодетектора поступал через усилитель 10 и аналого-цифровой преобразователь 11 в компьютер 12. После вычисления спектра продетектированного сигнала с помощью метода быстрого преобразования Фурье определялся период колебаний сердца дафнии.

Схема 2. Экспериментальная установка для измерения частоты биений сердца дафнии

Частота сердцебиения дафний в контрольных условиях изменяется незначительно и стабилизируется после пятиминутной адаптации. Уменьшение частоты биений сердца дафнии регистрировалось для концентраций фенола, превышающих величину 1,2 тg/l. Наибольшее уменьшение частоты биений сердца дафнии наблюдалось для концентраций фенола 10 mg/l. При этом частота становилась равной 200 ударов в минуту в конце периода экспозиции.

Другими параметрами, которые могут быть зарегистрированы в схеме лазерной автодинной системы, являются амплитуда и форма про детектированного сигнала. Частота сердцебиения дафнии определялась по гармонике с максимальной амплитудой в заданном диапазоне изменений частоты вибраций биообъекта, а амплитуда колебаний - по набору спектральных гармоник. При наличии фенола в водной среде амплитуда биений сердца дафнии составила 0.2 мm, что существенно меньше амплитуды биений сердца дафнии в отсутствие фенола (0.4 мm) [31, 32].

1.6 Выживаемость и поведенческая активность Daphnia magna как критерий качества р. Протвы в районе г. Обнинска

Оценка качества воды в р. Протвы проводилась в рекреационной зоне г. Обнинска и санитарно-защитной зоне ФЭИ по выживаемости и поведенческой активности дафний [33]. В качестве показателей в остром опыте учитывались поведенческие реакции. Оценка этого показателя может проводиться по балльной системе. Контролем служили показатели выживаемости дафний, помещенных в дехлорированную отстоянную водопроводную воду по 10 штук в стаканчики на 100 мл. Если гибель контрольных дафний в период испытаний превысила 10%, то опыт повторялся заново [34]. Выживаемость и поведенческая активность дафний в исследуемой и контрольной воде в точках пробоотбора регистрировались через 15, 30, 45, 60 (1ч), 150, 1440 (1сут) минут.

По выживаемости и поведенческой активности дафний, по которым сделано заключение о классе качества воды р. Протвы.

Результаты показали, что сильно токсична вода в районе первого промканализационного сброса ФЭИ, а также в районе сброса городских сточных вод и плотины. Наблюдается тенденция к угнетению жизнедеятельности дафний за вторым промканализационным стоком ФЭИ. Пробы воды в районе промканализационных сбросов ФЭИ относятся ко второму классу загрязнённости воды, несмотря на то, что выживаемость дафний в этих точка 100%-ная, наблюдается угнетение активности, особи держатся в придонном слое, часть совсем теряет активность, наблюдаются случаи «вертячки». Не исключено, что загрязнение может вноситься в реку несанкционированными способами, например, объектом загрязнения на данном участки р. Протвы может оказаться д. Потресово, с ее выпасами скота, мытьем машин в реке, стиркой белья, сливом отработанной воды с огородов.

В районе первого сброса ГНЦ РФ ФЭИ, где идет строительство, хорошо коррелируют данные по выживаемости и поведению дафний (гибель 80%, случаи вертячки). Гибель дафний в пробах, отнесённых ко второму классу загрязнённости воды, не велика или практически отсутствует, зато повышение активности сменяется угнетением, дафнии периодически залегают на дно [35, 36].

1.7 Экспериментальное биотестирование качества воды реки Днепр

В работе [37] с использованием Daphnia magna Straus определена токсичность сточной воды сбрасываемой в р. Днепр водопользователями и воды самого водотока. Для опытов и использовали сточную воду, сбрасываемую в зимнее время с очистных сооружений г. Орши, Могилева, Речицы и речную воду с 9 створов, расположенных в районе выше указанных промышленных городов (выше городов - 5-12 км, ниже сброса с очистных сооружений - 0,5 км, ниже сброса с очистных сооружений - 4-5 км). Поставлено 14 хронических опытов с двукратной повторностью. Дня опытов использовали четырехдневную молодь дафний. Продолжительность опытов составляла 35 суток.

Определение степени токсичности воды р. Днепр и сточных вод, сбрасываемых водопользователями, проведенное в хронических опытах с дафниями и оцененное по 3-х бальной системе [38], показало токсичность сточной воды сбрасываемой г. Речица, где на 35 сутки отмечена 100% гибель рачков. Вредность воды для гидробионтов установлена и для сточной воды г. Могилева и створа 6, расположенного на расстоянии 4-5 км от сброса сточных вод. Выживаемость рачков на этих створах составила от 10 до 90% (табл. 2). На всех остальных створах, а также в сточной воде с очистных сооружений г. Орши, выживаемость рачков составила 100%, что согласно 3-х бальной системе оценки вода на этом участке чистая.

Под влиянием антропогенного воздействия усиливается эвтрофирование водотока, проявляющееся в накоплении в воде биогенов (азота и фосфора), что способствует усилению продуцирования гидробионтов в реке [39].

По данным областного комитета охраны природных ресурсов, в Белгородской области накопилось огромное количество забракованных и неиспользованных пестицидов и химических удобрений, которые в силу различных объективных причин утратили свою ценность для сельского хозяйства, таких, как «Берием» - 11800 кг, «ДДТ» - 3700 кг, «Зеопас» - 1940 кг; «Гексатиурам» - 5027 кг, бочки с неизвестными ядами - 11400 кг, неизвестные сыпучие пестициды - 37000 кг, и др.[40]. Для подтверждения гипотезы о возможности проникновения пестицидов из мини - контейнеров в окружающую водную среду было проведено биотестирование.

Методика эксперимента основана на определении изменений выживаемости тест - объектов - Daphnia Magna при воздействии токсических веществ, содержащихся в тестируемой воде по сравнению с контролем. Кратковременное тестирование до 96 часов позволяет определить острое токсическое воздействие воды на дафний по их выживаемости.

В ходе эксперимента было установлено, что уже через 1 час с момента посадки дафний во всех пробах, кроме контрольной, наступила 100% гибель дафний. В контрольном растворе все дафнии были живы в течение всего эксперимента, т.е. 96 часов.

Полученные результаты подтвердили предположение о вероятности проникновения пестицидов через бетонный барьер. С учётом малой толщины стенки мини - контейнеров в производственных условиях при толщине стенок 0,2 м процессы проникновения токсикантов и биокоррозии строительных материалов растянутся на годы, но опасность загрязнения окружающей среды захороненными пестицидами имеет высокую долю вероятности [39].

1.8 Оценка качества реки Волга методом биотестирования

Методом биотестирования было исследовано место сброса недостаточно очищенных сточных вод первых очистных сооружений (ОС) г. Волжска, в прибрежной зоне р. Волги, где находятся участки как с замедленным водообменом, так и с высокой скоростью течения [41]. Были выбраны следующие точки отбора проб:

Рис. 5. Карта-схема района сброса сточных вод с городских сооружений г. Волжска.

Рис.6. Плодовитость дафний в исследуемых пробах воды.

В месте сброса сточных вод (проба №5) ВЭМЗа вода относится к мезосапробной зоне по определительной таблице Л.С. Лесникова, выживаемость дафний на конец опыта составила 77% [42, 43].

Исследования [44] выявили значительную роль микрофитов (Chlorella vulgaris), прижизненных выделений макрофитов (рогоза узколистного Typha latifolia), совокупности природного планктона в регуляции выживаемости, репродуктивных процессов, токсикорезистентности водных ракообразных Daphnia magna в условиях пиретроидного загрязнения.

1.9 Оценка токсичности сточных вод завода по переработке семян подсолнечника

С помощью Daphnia Magna были проведены исследования качества сточных вод завода по переработке семян подсолнечника в г. Донецке на разных стадиях их очистки [45].

Результаты исследований приведены в табл. 3.

Таблица 3

Кроме того, предложена новая методика, которая объединяет химический и биологический подходы. С помощью дафний выявляют в воде фосфорорганические пестициды. Пробу воды делят на две порции. В одной пестициды переводят в нетоксичную для дафний форму с помощью определенных реагентов. Вторая порция воды - контрольная. Если в контроле дафнии погибают, а в обработанной реагентами части пробы живут, то можно говорить о наличии в пробе токсичных веществ, причем именно фосфорорганических пестицидов (ведь в воде может быть и другой токсикант). Предел группового обнаружения пестицидов этим методом составляет 0,0006 мг/л, то есть на уровне ПДК (0,0005 мг/л для дихлофоса). Если же, как предлагают ученые, повысить температуру раствора с 20 до 35-36°С (критическая температура для жизни дафний), то их чувствительность к токсикантам повысится в десять раз, а время анализа сократится в 3-7 раз (в теплой воде дафнии погибнут раньше и от меньшей доли яда) [40].

Биотестирование на D. magna проводилось с целью комплексной оценки качества воды водоема-охладителя Березовской ГРЭС-I [46]. Пробы воды отбирали с поверхностного горизонта в контрольных точках, характерных для каждой части акватории водоема.

Для определения острого токсического действия тестируемую воду не разбавляют. В сосуды наливают 15 мл контрольной, тестируемой воды, помещают туда по одной молодой дафнии, которых отлавливают пипеткой, переносят в сачке из планктонного газа. Учет выживших дафний проводят через 24 и 48 ч от начала биотестирования. В течение 48 ч дафний не кормят. Если в любой наблюдаемый период в тестируемой воде гибнет 50% и более тест-объектов, биотестирование прекращают.

Пробы воды, отобранные в районах устьев рек Берешь и Базыр водоема-охладителя остро токсичны. В этой мелководной части акватории водоема в летний период интенсивно развиваются сине-зеленые водоросли, разложение биомассы которых является основным источником токсичности. В приплотинной части акватории водоема пробы воды также оказывают остро токсическое действие на тест-объекты. Это можно объяснить тем, что в приплотинной части скапливаются загрязнения, поступающие в результате естественного течения, ветрового нагона и циркуляционного потока ГРЭс.

Хроническая токсичность обнаруживается в пробах воды, отобранных из района торфяного месторождения. Известно, что гуминовые вещества, поступающие при разложении торфа в воде, могут угнетать развитие синезеленых водорослей. Центральную, самую глубоководную часть водоема охладителя по данным биотестирования можно охарактеризовать как чистую.

Токсичность воды водоема БГРЭС обусловлена как присутствием затопленных растительных материалов (торфа, затопленной древесной, кустарниковой растительностью), так и органическим вносом растительной биомассы, продуцируемой на мелководных участках акватории водоема [47].

1.10 Изучение токсичности стоков Марийского целлюлозно-бумажного комбината на Daphnia magna

В ходе изучения токсичности стоков Марийского Целлюлозно-бумажного комбината на Daphnia magna 48 было отобрано 7 проб воды. Это 1-я-производственные стоки, 2-я - условно чистые стоки, 3-я - стоки, взятые из колодца пруда - отстойника, 4-я - проба, взятая после пруда-отстойника, 5-я - проба на выходе из водотока - залива о. Лопатинского, 6-я - проба, взятая из устья залива, 7-я - была отобрана на середине р. Волги выше по течению.

Оценка токсичности проб проводилась по общепринятой методике оценки качества природных вод Лесникова [49]. В ходе опыта регистрировались следующие показатели: выживаемость и физиологическое состояние дафний.

Рис. 7. Диаграмма выживаемости дафний в опыте со сточной водой МЦБК и водой из водотока - залива о. Лопатинский.

1. Снижение токсичности в результате процессов самоочищения пруда-отстойника.

2. Процессы самоочищения продолжаются в заливе о.

Лопатинского, и при выходе в р. Волгу вода не отличается по токсичности от проб воды, взятой с середины р. Волги.

Гальванические шламы в настоящее время используются мало, большие объемы данных отходов не нашли широкого применения и представляют большую опасность в плане загрязнения окружающей среды. С целью изучения влияния строительных композиций на объекты окружающей среды был применен метод биотестирования. Для определения токсичности были получены водные вытяжки. В тестируемых водных вытяжках определяли наличие или отсутствие острого токсикологического воздействия на дафний. Основным показателем токсичности неразбавленной водной вытяжки служила смертность рачков. Проба вытяжки оценивалась как обладающая острой токсичностью, если за 48 ч в ней погибло 50% и более дафний по сравнению с контрольной [50].