Стерилизацию растительных масел и жиров в заводских условиях осуществляют паром под давлением в герметически закрытых сосудах при температуре 119--121°С и давлении 1,0-- 1,1 атм в течение 2 ч.

Автоклавированию также подвергаются установки для стерилизующего фильтрования, фильтрующие перегородки и другой вспомогательный материал, используемый в технологическом процессе производства инъекционных лекарственных форм.

Среди недостатков метода можно выделить невозможность стерилизации растворов, содержащих термолабильные вещества, опасность работы с паром под давлением, отсыревание многих материалов во время стерилизации и др.

Стерилизация текучим паром. Растворы веществ термически малоустойчивые иногда стерилизуют при 100°С текучим паром (без примеси воздуха и избыточного давления). Насыщенный пар убивает только вегетативные формы микроорганизмов и при наличии в объекте споровых форм метод неэффективен.

Тиндализация (дробная стерилизация). Для термолабильных веществ, а также для растворов в шприц-ампулах стерилизацию иногда проводят методом тиндализации. Суть метода заключается в трехкратном нагревании растворов до 40--60 °С с перерывами в сутки, в течение которых объекты термостатируют при температуре 37±1 °С для прорастания споровых форм в вегетативные.

Стерилизация сухим жаром (воздушная стерилизация).

Стерилизация сухим жаром, проводимая в аэростерилах или других аппаратах этого типа, также высокоэффективна. Погибают все формы микроорганизмов за счет пирогенетического разложения белковых веществ. Однако высокая температура нагрева (160 -- 200 °С), длительное время воздействия (1--2 ч) и сухой горячий воздух оказывают повреждающее действие на стерилизуемые объекты и, следовательно, ограничивают возможности данного способа.

Инъекционные растворы не подвергают стерилизации сухим жаром, так как из-за низкой теплопроводности воздух не обеспечивает быстрый нагрев растворов до температуры стерилизации, а длительный прогрев -- приводит к разложению большинство лекарственных веществ.

Сухим жаром стерилизуют некоторые термостойкие порошки, масла, стеклянную тару (ампулы, флаконы и необходимую посуду), вспомогательные материалы.

Радиационная стерилизация. Лучистая энергия губительно действует на клетки живого организма, в т. ч. и на различные микроорганизмы. Принцип стерилизующего эффекта этих излучений основан на способности вызывать в живых клетках при определенных дозах поглощенной энергии такие изменения, которые неизбежно приводят их к гибели за счет нарушения метаболических процессов и коагуляции белка.

Источником ионизирующих г-излучений служат долгоживущие изотопы 60Со27, 137Сs55, ускорители электронов прямого действия и линейные ускорители электронов. Для бактерицидного эффекта достаточно от 15 до 25 кГр, причем верхний предел необходим для инактивации споровых форм.

В настоящее время накоплен большой опыт применения этого метода, точно установлены типичные дозы излучения, необходимые для надежной стерилизации, разработано радиационное оборудование для высокопроизводительного процесса стерилизации, решены вопросы безопасности работы установок для обслуживающего персонала.

Этот метод по экономическим показателям превосходит асептическое изготовление растворов со стерильной фильтрацией, но несколько уступает тепловой стерилизации. Однако в будущем может приблизиться к ней из-за неизбежного снижения относительной стоимости изотопов -- побочных продуктов атомной энергетики.

Ультразвуковая стерилизация. Прохождение ультразвука (УЗ) в жидкой среде сопровождается чередующимися сжатиями, разрежениями и большими переменными ускорениями. В жидкости образуются разрывы, называемые кавитационными полостями. В момент сжатия эти полости захлопываются. Избыточное давление, создаваемое УЗ-волной, накладывается на постоянное гидростатическое и суммарно может составлять в пузырьках несколько атмосфер. В качестве «зародышей» кавитационных полостей могут быть пузырьки газа, пара в жидкости, твердые частицы и места неровностей твердой поверхности. Большие импульсные давления кавитаций приводят к разрушению целостности клеточной мембраны микроорганизмов, споровых образований и других частиц. Важно установить оптимальные параметры процесса стерилизации, так к.ак высокие импульсные давления могут приводить к механическому разрушению ампул. Стерилизующая частота звука должна быть в пределах 18--22 кГц.

И хотя метод очень эффективен, он не нашел широкого применения из-за сложности аппаратурного оснащеня и возможных сложных химических превращений компонентов растворов. Вопросы стабильности компонентов ггри УЗ-стерилизации имеют много общего с аналогичными проблемами радиационной стерилизации. Для повышения устойчивости лекарств при ультразвуковом воздействии необходимо подобрать такие условия стерилизующей обработки, которые обеспечивают снижение вводимой в систему энергии на тех частотах ультразвука, которые одновременно со стерилизацией не приводят к разложению компонентов лекарственных препаратов.

Чаще метод применим при производстве эмульсий и суспензий с целью лучшего диспергирования веществ в них и одновременно получения стерильных гетерогенных систем для парентерального применения.

Стерилизация токами высокой и сверхвысокой частоты. К настоящему времени нет единой точки зрения на механизм инактивации микроорганизмов при ВЧ- и СВЧ-облучении. Существует мнение об исключительно тепловом механизме действия токов высокой частоты на биологические объекты. Принцип действия высокочастотного поля заключается в его активном воздействии на ориентацию молекул вещества. Изменение направленности поля вызывает изменение ориентации молекул и поглощение части энергии поля веществом. В результате происходит быстрый нагрев вещества во всех точках его массы.

Менее широко распространены представления о том, что, помимо тепловых процессов, на гибель микроорганизмов оказывает влияние специфическое действие ВЧ- и СВЧ-излучения.

С помощью СВЧ-энергии возможно стерилизовать в расфасованном виде готовую продукцию: глазные мази, пасты в тубах, лекарственные средства в конвалютах, порошки, таблетки, пористые лиофилизированные массы, не содержащие гидрофильные жидкости. Стерилизация ампулированных растворов и жидких лекарственных форм, укупоренных герметически -- нежелательна, так как в замкнутой емкости возникает избыток давления паров испарившейся жидкости, взрывающий ее. В результате наступает разгерметизация в виде растрескивания стенок ампул или срыва укупорочного материала.

Метод также не нашел широкого применения из-за сложности аппаратурного оснащения и возможности неблагоприятного воздействия быстрого кратковременного нагрева инъекционного раствора.

Стерилизация ультрафиолетовым излучением. Из-за возможности образования ядовитых продуктов и возможности разложения биологически активных компонентов инъекционных растворов под действием УФ-излучения, метод не нашел применения для стерилизации препаратов для инъекций. Однако он широко используется для стерилизации порошков, воды для инъекций, вспомогательных материалов, воздушной среды производственных помещений, технологического оборудования и других объектов.

При стерилизации воздушной среды производственных помещений в качестве источников УФ-радиации используют специальные лампы БУВ (бактерицидная увиолевая), которые изготавливают в виде трубки из специального увиолевого стекла, способного пропускать УФ-лучи, с электродами из длинной вольфрамовой спирали, покрытой бария и стронция гидрокарбонатами. В трубке находится ртуть и аргон при давлении в несколько мм рт. ст. Источник УФ-лучей -- разряд ртути, происходящий между электродами при подаче на них напряжения. Излучение лампы БУВ обладает большим бактерицидным действием, так как максимум излучения лампы близок к максимуму бактерицидного действия (254 нм).

Для стерилизации воды применяют аппараты с погруженными и непогруженными источниками УФ-радиации. В аппаратах первого типа источник УФ-излучения (бактерицидная увиолевая лампа, покрытая кожухом из кварцевого стекла) помещается внутри водопровода и обтекается водой. Данный способ стерилизации больших объемов воды для инъекций считается наиболее экономичным.

В аппаратах с непогруженными лампами они помещаются над поверхностью облучаемой воды. В связи с тем что обычное стекло практически непроницаемо для ультрафиолетовых лучей, водопровод в местах облучения изготавливают из кварцевого стекла, а это значительно повышает стоимость аппарата. В настоящее время разработан способ, при применении которого имеется возможность замены кварцевого стекла полиэтиленовым, свободно пропускающим УФ-радиацию.

Как положительный фактор следует отметить, что при стерилизации воды не происходит накопления пероксидных соединений и под действием УФ-излучения инактивируются некоторые пирогенные вещества, попавшие в воду.

Стерилизация ИК- и лазерным излучением. Электронная стерилизация. Эти перспективные виды стерилизации практически не находят сегодня применения, хотя возможности для этого имеются.

Облучение инъекционных водных систем инфракрасным (ИК) излучением в областях поглощения воды (л = 2,7 мкм) может быть эффективным средством ее нагрева и тем самым является, по сути, еще одним вариантом тепловой стерилизации. Наличие достаточно мощных источников ИК-излучения позволяет надеяться на возможность создания оборудования для высокопроизводительной технологии. Преимуществом этого метода перед традиционным автоклавированием может считаться возможность отказа от небезопасного в обслуживании и нетехнологичного перегретого пара.

Принципиально возможны способы стерилизации с применением лазерного и электронного излучения, при этом можно достигнуть высокой эффективности стерилизации как путем интенсивного нагрева вследствие поглощения мощного излучения в воде, так и за счет селективного поглощения излучения макромолекулами микроорганизмов в многоквантовых процессах. Однако исчерпывающих исследований применительно к какой-либо конкретной системе, совокупность которых дала бы основание о создании хотя бы основ таких методов стерилизации, пока не проведено.

3.7 Контроль качества

Во время технологического процесса производства инъекционных растворов обязательно проводят промежуточный (постадийный) контроль качества, т. е. после каждой технологической стадии или операции проводится бракераж флаконов, гибких контейнеров, не отвечающих определенным требованиям. Так, после растворения (изотонизации, стабилизации и т. д.) лекарственного вещества, контролируется качественный и количественный состав, рН раствора, плотность и др.; после операции наполнения -- проверяется выборочно объем наполнения сосудов.

Определение норм наполнения. Фактический объем наполнения сосудов должен быть больше номинального, чтобы обеспечить нужную дозу при наполнении шприца. ГФ XI издания устанавливает нормы налива и количества сосудов для контроля. В сосудах вместимостью до 50 мл наполнение проверяют калиброванным шприцем, в сосудах вместимостью 50 мл и более -- калиброванным цилиндром при температуре 20±2 °С.

Определение герметичности. Контроль качества запайки или укупорки проходят 100% сосудов и для определения герметичности используют 3 метода:

· вакуумирование;

· с помощью растворов индикаторов (для водных растворов) и воды или мыльного раствора (для масляных растворов);

· по свечению газовой среды внутри сосуда под действием высокочастотного электрического поля.

Контроль на механические включения. Проводят путем просмотра сосудов на черном и белом фоне при освещении 60 Вт. На черном фоне проверяются прозрачность и наличие механических включений -- стеклянная пыль, волокна фильтрующих материалов, нерастворенные частицы лекарственного вещества и т. д.; на белом -- цветность раствора, отсутствие механических включений черного цвета и целостность стеклянного изделия. Метод имеет недостатки: субъективизм контролера -- острота зрения, опыт работы, усталость и т. д. Допустимая ошибка метода составляет 30%.

Для более объективной оценки качества раствора по этому параметру были разработаны другие методы:

· визуально-оптические, основанные на использовании проекторов, увеличительных линз, поляризационного света и т. д.;

· оптические, с автоматической регистрацией фотоэлементами поглощения или рассеивания проходящего света;

· мембранно-микроскопические;

· проточные методы.

Количественное содержание лекарственных веществ, входящих в состав инъекционных растворов, определяют согласно указаниям ФС или другой нормативно-технической документации. Определение количественного состава проводится на каждой серии раствора.

Препараты, анализируемые биологическим методом, должны содержать активные ингредиенты в пределах, указанных в соответствующей НТД.

Определение стерильности растворов проводится путем посева и инкубации на специальных тест-средах образцов каждой серии продукции. При обнаружении роста микроорганизмов хотя бы в одной пробирке испытание повторяют на таком же количестве сосудов. И только при отсутствии роста при повторном посеве серия считается стерильной. Определению стерильности подвергают флаконы каждой серии, одновременно подвергавшиеся стерилизации в одном стерилизующем аппарате.

Метод мембранного фильтрования при определении стерильности рекомендован при выраженном антимикробном действии лекарственного вещества и испытании растворов в больших объемах (более 100 мл).

Для фильтрования применяют установку с мембраной диаметром 47 мм и размером пор 0,45±0,02 мкм. Фильтры стерилизуют при температуре 121±1°С 20 мин. Раствор фильтруют через стерильную мембрану, которую промывают от раствора 3--5 порциями растворителя по 100 мл, разрезают стерильными ножницами на 2 части, одну из них помещают в колбу с тиогликолевой средой, вторую -- в среду Сабуро, 7 дней инкубируют при ежедневном просмотре. Все операции проводят в асептических условиях. При отсутствии роста на двух средах делают заключение о стерильности серии.

Определение пирогенности растворов проводят биологическим методом согласно ГФ XI издания. За рубежом широко применяют лимулус-тест (лим-тест), основанный на образовании геля при взаимодействии бактериальных пирогенов с лизатом амебоцитов крови крабов Limulus polyphemus. В России разработан аналогичный метод, основанный на способности грамотрица- тельных микроорганизмов (основные продуценты пирогенных веществ) образовывать гель в 3% растворе калия гидроксида.

Раздел 4. Практическая часть

4.1 Характеристика препарата

Реополиглюкин - 10% коллоидный раствор полимера глюкозы (декстрана) с молекулярной массой 30 000 - 40 000 с добавлением изотонического раствора натрия хлорида или 5% раствора глюкозы (две лекарственные формы). Прозрачная, бесцветная, апирогенная жидкость, без запаха, солоноватая или сладковатая на вкус.

Фармакологические свойства.

Реополиглюкин представляет собой плазмозамещающий раствор, специфическое действие которого заключается в повышении суспензионных свойств крови, уменьшении ее вязкости, способствовании восстановлению кровотока в мелких капиллярах, предотвращении и устранении агрегации форменных элементов крови. При быстром переливании его объем плазмы может увеличиваться почти в 2 раза по сравнению с объемом введенного препарата.

Из организма выводится в основном почками (за первые сутки около 70%). Остальное количество реополиглюкина поступает в ретикулоэндотелиальную систему, где он постепенно распадается до глюкозы.

Показания к применению.

Реополиглюкин применяют для улучшения капиллярного кровотока с целью профилактики и лечения травматического, операционного, токсического и ожогового шока; для улучшения артериального и венозного кровообращения с целью профилактики и лечения тромбозов, тромбофлебитов, эндартериитов, болезни Рейно; для добавления к перфузионной жидкости в аппаратах искусственного кровообращения (АИК) при операциях на сердце; для улучшения микроциркуляции и уменьшения тенденции к тромбозам в трансплантате при сосудистых и пластических операциях.

Способ применения и дозы Реополиглюкин р-р для инф.

Реополиглюкин можно вводить только после предварительного проведения внутрикожной пробы за исключением случаев оказания неотложной (ургентной) помощи при шоковом состоянии (в этом случае нужно иметь все необходимые препараты для устранения возможных аллергических реакций).

Внутрикожная проба проводится за 24 часа до инфузии препарата.
Методика проведения внутрикожной пробы для определения индивидуальной чувствительности к реополиглюкину.

Из бутылки с препаратом с соблюдением правил асептики шприцом отбирают 0,2-0,3 мл реополиглюкина и после замены иглы на шприце на стерильную иглу для внутрикожных инъекций внутрикожно вводят 0,05 мл препарата в среднюю треть внутренней поверхности предплечья.
Правильность введения препарата контролируется визуально (получение "лимонной корочки"). Оценку реакции врач осуществляет через 24 часа.
Наличие местной реакции в виде покраснения (площадь, диаметр которой более 1,5 см), возникновения папулы или симптомов общей реакции организма (тошнота, головокружение и т.д.) свидетельствуют о повышенной чувствительности организма к реополиглюкину и невозможности использования препарата у данного больного. При отсутствии каких либо реакций больному вводят необходимое количество препарата той серии, которая была использована для проведения внутрикожной пробы. Результаты пробы регистрируются в истории болезни.

Следует помнить, что кожная проба не позволяет выявить сенсибилизацию к реополиглюкину у 100% больных. Поэтому в первые 5-10 минут по мере внутривенного введения препарата в каждом случае необходимо внимательно следить за состоянием больного.

Дозы и скорость введения препарата следует выбирать в соответствии с показаниями и состоянием больного.

При нарушении капиллярного кровотока (различные формы шока) реополиглюкин вводят внутривенно капельно однократно в дозе до 10 мл/кг массы тела. Суточная доза для взрослых и детей - до 15 мл/кг массы. Следует учитывать, что совместно с реополиглюкином целесообразно вводить сбалансированные кристаллоидные растворы в таком количестве, чтобы восполнить и поддержать жидкостный и электролитный балансы (это особенно важно при лечении обезвоженных больных и после хирургических операций).

При сердечно-сосудистых и пластических операциях реополиглюкин вводят внутривенно капельно: непосредственно перед операцией - в дозе 5-10 мл/кг (детям - до 10 мл/кг); во время операции - 5 мл/кг (детям - 10 мл/кг); после операции в течение 5-6 дней - капельно из расчета 10 мл/кг на однократное введение (детям до 2-3-х лет - до 10 мл/кг).

При операциях с искусственным кровообращением реополиглюкин добавляют в кровь из расчета 10-20 мл/кг массы тела для заполнения насоса оксигенатора. Концентрация полимера с глюкозой в перфузионном растворе не должна превышать 3%. В послеоперационном периоде дозы препарата такие же, как и при нарушении капиллярного кровотока.

Особенности применения.

При пониженной функциональной способности почек или необходимости ограничить введение натрия хлорида назначают реополиглюкин с 5% раствором глюкозы. При нарушениях углеводного обмена и при других состояниях, когда противопоказано введение углеводов, применяют реополиглюкин с изотоническим раствором натрия хлорида. Применяют только под контролем врача.

Побочное действие.

Как правило, препарат вызывает увеличение диуреза, однако, если при введении реополиглюкина наблюдается уменьшение диуреза с выделением вязкой мочи, это может указывать на обезвоживание организма больного. В этом случае необходимо внутривенно ввести кристаллоидные растворы для восполнения и поддержания жидкостного и электролитного балансов.
При введении реополиглюкина возможны аллергические реакции: в этих случаях назначают препараты кальция, противогистаминные, сердечно-сосудистые и другие средства.

Противопоказания.

Реополиглюкин противопоказан при тромбоцитопении, заболеваниях почек, сопровождающихся анурией, сердечной недос-таточности и в случаях, когда нельзя вводить большие объемы жидкости.
Реополиглюкин с 0,9% раствором натрия хлорида не следует вводить при патологических изменениях в почках, а реополиглюкин с 5% глюкозой - при нарушениях углеводного обмена и, особенно, при диабете.

Форма выпуска.

Реополиглюкин во флаконах по 200 мл и 400 мл или в пакетах из полихлорвинила по 250 мл и 500 мл.

Условия хранения.

Хранят в сухом месте при температуре не ниже +10°С и не выше +25°С. Применяют только в условиях клиники.

4.2 Блок-схема производства

4.3 Материальный баланс

Количество флаконов (n) = 675 шт

Объем одного флакона (m) = 400 мл

С2 = m * n

Общий объем готового продукта (С2) = 675 * 400 = 270000 мл = 270 л

Расходный коэфициент (Кроз) = 1,025

Кроз = С1 / С2

С1 = С2 * Кроз

Общий объем исходного сырья (С1) = 270 * 1,025 = 276,75 л

С5 = С1 - С2

Производственные потери (С5) = 276,75 - 270 = 6,75 л

з = (С2 / С1) * 100 %

Выход продукта (з) = (270 / 276,75) * 100 = 97,56 %

о = (С5 / С1) * 100 %

Потери сырья (о) = (6,75 / 276,75) * 100 = 2,44 %

С1 = 276,75 л

С2 = 270 л

С5 = 6,75 л

з = 97,56 %

о = 2,44 %

Кроз = 1,025

Взято	Получено
Сырье - 276,75 л	Готовая продукция - 270 л Производственные потери - 6,75 л
Всего - 276,75 л	Всего - 13197 л

4.4 Рабочая пропись

Потребности сырья:

Вещество	На 100 мл	На 1 флакон
Декстран	10,0 г	40,0 г
Натрия хлорид	0,9 г	3,6 г
Вода дистиллированная	90,0 мл	360,0 мл
Всего	100,0 мл	400,0 мл

Проводим расчеты к рабочей прописи:

Масса декстрана = 40,0 * 276,75 / 400 = 27,675 кг

Масса натрия хлорида = 3,6 * 276,75 / 400 = 2,491 кг

Масса воды = 360,0 * 276,75 / 400 = 249,075 л

Рабочая пропись:

Декстран 27,675 кг

Натрия хлорид 2,491 кг

Вода 249,075 л

-------------------------------------------------

Всего 276,75 л

Выводы

Инъекционные и инфузионные растворы - лекарства, вводимые в организм при помощи шприца с нарушением целостности кожных и слизистых покровов, являются сравнительно новой лекарственной формой. Идея введения лекарственных веществ через нарушенный кожный покров возникла в 1785 г., когда врач Фуркруа с помощью специальных лезвий (скарификаторов) делал на коже насечки и в полученные ранки втирал лекарственные-вещества.

Впервые подкожное впрыскивание лекарств было осуществлено в начале 1851 г. русским врачом Владикавказского военного госпиталя Лазаревым. В 1852 г. Правацем был предложен шприц современной конструкции. Начиная с этого времени, инъекции стали общепризнанной лекарственной формой.

В настоящее время этот способ введения лекарства является широкоупотребительным. Удельный вес инъекционных растворов в экстемпоральной рецептуре хозрасчетных аптек составляет около 15%, а в аптеках лечебно-профилактических учреждений достигает 40-50%.

Инъекционный способ введения лекарств имеет ряд преимуществ:

1) обеспечивает быстрый терапевтический эффект (действие-введенного инъекционным путем лекарственного вещества наступает через несколько секунд);

2) дает возможность точно дозировать лекарственное вещество;

3) вводимые лекарственные вещества поступают в кровяное русло, минуя такие защитные барьеры организма, как желудочно-кишечный тракт и печень, способные изменять, а иногда и разрушать лекарственные вещества;

4) позволяет ввести лекарственные вещества больному, находящемуся в бессознательном состоянии.

Отрицательными сторонами инъекционного введения являются:

1) опасность внесения инфекции;

2) болезненность в результате травмирования иглой шприца тканей, изменений осмотического давления, сдвигов рН и т. д.;

3) возможность закупорки твердыми веществами или пузырьками воздуха мелких кровеносных сосудов - эмболии.

Одним из важнейших требований при изготовлении инъекционных лекарств является соблюдение правил асептики.

К лекарственным формам для инфузий предъявляются следующие требования: отсутствие механических примесей, стерильность, стойкость, апирогенность, изотоничность, что указывается в соответствующих статьях или рецептах.

Особую группу инъекционных растворов составляют изотонические, т. е. растворы с осмотическим давлением, равным осмотическому давлению жидкостей организма: плазмы крови, слезной жидкости, лимфы и т. д. Эти жидкости имеют постоянное осмотическое давление, которое в норме держится на уровне 7,4 атм. При введении в организм инъекционного раствора осмотическое давление жидкостей нарушается в результате сдвига осмотического равновесия.

Для приготовления изотонических растворов лекарственных веществ необходимо предварительно произвести соответствующие расчеты. Один из способов расчета изотонической концентрации основан на законе Вант-Гоффа, с помощью которого можно рассчитывать изотоническую концентрацию раствора разбавленного неэлектролита (недиссоциирующее вещество).

Более универсальным и точным методом расчета изотонических концентраций растворов является фармакопейный метод, основанный на использовании так называемых изотонических эквивалентов лекарственных веществ по натрия хлориду, подробно описанный в ГФХ. Так, например, при изготовлении инъекционного раствора по рецепту

Апирогенностью называется отсутствие в инъекционных растворах продуктов метаболизма микроорганизмов - так называемых пирогенных веществ, или пирогенов. Свое название пирогены (от лат. руг - жар, огонь) получили за способность вызывать повышение температуры при попадании в организм.

В соответствии с требованиями ГФХ инъекционные растворы не должны содержать пирогенных веществ. Для обеспечения этого требования инъекционные растворы готовят на апирогенной воде для инъекций (или маслах) с использованием медикаментов и других вспомогательных веществ, не содержащих пирогенов.

Стабильностью, или стойкостью (устойчивостью), инъекционных растворов (как и других лекарств) называется неизменность свойств содержащихся в них лекарственных веществ.

Стабильность лекарств для инъекций достигается строгим соблюдением асептических условий их приготовления, подбором оптимальных условий (температура, время) стерилизации, применением допустимых антимикробных средств, позволяющих достигать необходимого эффекта стерилизации при более низких температурах, и, наконец, использованием стабилизаторов - веществ, повышающих химическую устойчивость лекарственных веществ в инъекционных растворах. Из 165 официальных (ГФХ) инъекционных растворов 62 (около 40%) требуют введения стабилизаторов для использования других способов увеличения стабильности.

Стерильность инъекционных растворов, приготовляемых в условиях аптеки, обеспечивается в результате неукоснительного соблюдения правил асептики, а также стерилизации этих растворов.

Стерилизацией, или обеспложиванием, называется полное уничтожение в том или ином объекте жизнеспособной микрофлоры.

При изготовлении инъекционных растворов стерилизации подвергают посуду, вспомогательные материалы, исходные продукты и готовый раствор.

Таким образом, работа по приготовлению растворов для инъекций должна начинаться со стерилизации и заканчиваться ею.

Стерилизация осуществляется физическими, механическими и химическими методами.

Все инъекционные растворы не должны содержать каких-либо механических примесей и должны быть совершенно прозрачными. К числу включений, которые могут содержаться в инъекционном растворе, относятся частицы пыли, волокна материалов, используемых для фильтрования, и любые иные твердые частицы, которые могут попасть в раствор из посуды, в которой он готовится. Главная опасность наличия в инъекционном растворе твердых частиц - возможность закупорки сосудов, которая может вызвать смертельный исход в случае, если закупоренными окажутся сосуды, питающие сердце или продолговатый мозг.

Для освобождения от механических загрязнений инъекционные растворы подвергают фильтрованию.

Инъекционные растворы должны быть прозрачными. Проверку производят при просмотре в свете рефлекторной лампы и обязательном встряхивании сосуда с раствором.

Инъекционные растворы готовят массо-объемным способом: лекарственное вещество берут по массе (весу), растворитель - до требуемого объема.

Количественное определение лекарственных веществ в растворах производят согласно указаниям в соответствующих статьях. Допустимое отклонение содержания лекарственного вещества в растворе не должно превышать ±5% от указанного на этикетке, если в соответствующей статье нет другого указания.

парентеральный лекарственный инъекция

Список использованной литературы

1. Ажгихин И.С. Технология лекарств. Москва: “Медицина” - 1980, 440 с.

2. Государственная фармакопея СССР, Х издание - под. ред. Машковского М.Д. Москва: “Медицина” - 1968, 1078 с.

3. Дмитриєвський Д.І. Промислова технологія ліків. Вінниця: “Нова книга” - 2008, 277 с.

4. Державна фармакопея України, перше видання - під. ред. Георгієвського В.П.. Харків: “РІРЕГ” - 2001, 531 с.

5. Державна фармакопея України, перше видання, доповнення 1. - під. ред. Георгієвського В.П.. Харків: “РІРЕГ” - 2004, 492 с.

6. Державна фармакопея України, перше видання, доповнення 2. - під. ред. Гризодуба О.І.. Харків: “РІРЕГ” - 2008, 617 с.

7. Кондратьева Т.С., Иванова Л.А. Технология лекарственных форм т.1,2. Москва: “Медицина” - 1991, 1038 с.

8. Краснюк И.И. Технология лекарственных форм. Москва: “Академия” - 2004, 455 с.

9. Милованова Л.Н. Технология изготовления лекарственных форм. Ростов-на-Дону: “Феникс” - 2002, 447 с.

10. Муравьев И.А. Технология лекарств т.1,2. Москва: “Медицина” - 1980, 704 с.

11. Синев Д.Н., Гуревич И.Я. Технология и анализ лекарств. Ленинград: “Медицина” - 1989, 367 с.

12. Тихонов А.И. Биофармация. Харків: “НФАУ” - 2003, 238 с.

13. Чуешов В.И. Промышленная технология лекарств, т.1,2. Харьков: “НФАУ” - 2002, 1272 с.

14. Чуєшов В.І. Технологія ліків. Харків: “Золоті сторінки” - 2003, 719 с.

Размещено на Allbest.ru